Ватный жгутик: Ватные турундочки для чистки носика. — 15 ответов на Babyblog

Как крутить турунды для новорожденных в нос. Как своими руками сделать для ушей/носа

Как крутить турунды для новорожденных в нос. Как своими руками сделать для ушей/носа

Турундочки для носа, уха изготавливаются одними и теми же методами, но для носа понадобятся более крупные. Главное следовать правилам, как сделать турунду в ухо, нос. Лучше заранее приготовить турунтулы, хранить заготовки в отдельной пластиковой коробочке, пользоваться при возникновении необходимости.

Из ваты

Часть ваты нужного размера слегка распушить, вытянуть, от середины скрутить валик в длину до 10–12 см. В диаметре должно получиться не больше 2 мм. Этот жгут перегнуть посредине, перекрутить две половинки друг с другом.

В итоге получается надежная ватная турунда, упругая, но не жесткая. Она не травмирует слуховой канал или слизистую носа. Одновременно изделие получается плотным, не будет сгибаться. Толщина его оптимальная, равняется 3–5 мм.

Также легко сделать правильно из зубочистки. На один конец накручивают вату, и так по всей длине. Когда жгутик готов, его снимают с основания, еще немного подкручивая для улучшения плотности.

Из диска

Турундочка из ватного диска получится довольно плотной. По этой причине его удобнее применять. Кроме того, сделать таким способом проще по сравнению с обыкновенной ватой. Диск почти не распушается, его можно скатать в более аккуратную полоску. Таким жгутиком удобнее очищать ушки, носик новорожденным младенцам. Есть два способа, чтобы самостоятельно сделать из ватных дисков турунды:

• жгутиками;
• кулечками.

Для получения кулечка, диск разделяется на две половины, то есть на 2 кружочка в толщину. Каждый разрезается на 2 полукруга. Из диска в итоге получается 4 заготовки. Каждую скручивают в тугой кулечек.

Чтобы получить жгутик, диск тоже разделяется пополам в толщину, скатывается до необходимого диаметра. Еще плотнее турунда получится, если жгут снова сложить пополам, потом скрутить.

Из бинта или марли

Чтобы сделать марлевую турунду и жгутик из бинта, требуется сначала вырезать часть подходящего размера: ширина – не больше 1 см, длина примерно 12–14 см. Края получившейся полоски завернуть внутрь, не должно остаться торчащих нитей, которые могут остаться в носу или ухе.

Взять полоску за оба конца, крутить, потом согнуть пополам, вновь скрутить.

На этапе организации лечения воспалительных процессов ушей, особенно у детей, нужно внимательно изучить вопрос, как нужно правильно сделать турунды в уши.

Из марли требуется сделать тонкий жгутик. Это легко, если свернуть узкую полоску материала по ширине до 5 мм несколько раз. Итоговая длина составит не больше 6 см.

Турунды в нос для детей. Турунды в нос, как сделать все способы изготовления ватных турунд

Давайте узнаем, как сделать турунды в нос и применить их дома. Из чего их изготавливают? При каких заболеваниях применяют? Можно ли использовать при насморке? Ниже ответим на все вопросы.

Турунда (синоним корпия, жгутик) – это небольшого размера туго скатанный тампон, изготовленный из марли или ваты. Они предназначены для очищения и лечения носовой полости, уха или гнойной раны.

Ватные турунды в нос

Корпии для домашнего использования детям готовят из ваты. Они мягкие, не натирают слизистые оболочки. Покупая в аптеке, обратите внимание на то, чтобы вата была 100% натуральная, а не искусственная.

Поясняем пошагово, как приготовить изделие из ваты:

1. Небольшой кусочек ваты разрыхляем и растягиваем в небольшую полоску.
2. Начиная из центра, скатываем упругий тонкий плотный жгутик толщиной 2 мм, доведя его до длины 12 см.
3. Складываем пополам и перекручиваем между собой концы. Готовые корпии не должны быть толще 4 мм.

Изделия для ребёнка можно сделать из готовых аптечных ватных дисков. Последовательность изготовления:

1. Разделяем ватный диск на 2 слоя.
2. Разрываем пополам.
3. Смачиваем физиологическим раствором.
4. Скручиваем между пальцами до получения жгутика.
5. Уплотняем и формируем кончик.

Ватные корпии можно вводить, не опасаясь, что они поранят слизистую оболочку или согнутся.

Турундочки новорождённомуможно изготовить также с помощью спички. Для этого плотно накручиваем кусочек ваты на спичку или зубочистку, затем снимаем.
При необходимости дополнительно уплотняем. Такой жгутик получается упругим, способным хорошо очистить носовые ходы ребёнка.

Турунды из бинта

Тампоны для носа готовят из бинта шириной 5 см длиной 30-40 см. Для этого раскладываем на столике отрезок и складываем таким образом:

1. Концы бинта подворачиваем на 1–1,5 см.
2. Соединение боковых сторон должно прийтись на середину. Проглаживаем ткань, проведя по краю стола.
3. Повторно складываем по длине, чтобы концы соединения оказались внутри бинта. Вновь заутюживаем для закрепления.
4. Полученную полоску наматываем на 2-3 пальца левой руки. Подвернув оставшийся конец внутрь образовавшегося кольца, снимаем с руки.

Такие длинные тампоны применяют для лечения гайморита с помощью лекарственного средства.Источник: nasmorkam.net

Марлевые турунды для маленьких детей

Жгутики ребёнку готовят из стерильного бинта шириной 5 см. Для этого отрезают полоску длиной 12–15 см и шириной 1 см. Делаем турунду следующим образом:

• подгибаем концы полоски внутрь, чтобы торчащие нитки не раздражали слизистую носа;
• из противоположных концов скручиваем жгутики;
• складываем пополам и переплетаем.

Эти тампоны мамы используют для очищения носовых ходов малышам.

Методика применения

Рекомендация, как вставить турунду в нос:

1. Придать голове сидящего человека возвышенное положение.
2. Под вырез одежды спереди вложить бумажное полотенце.
3. Смочить изделие приготовленным веществом и ввести в носовую полость вращательным движением.

Турунды в нос при гайморите

Гайморит – это воспаление слизистой оболочки гайморовых пазух. Они расположены в верхней челюсти по обеим сторонам носа. Заболевание вызывают бактерии, вирусы.

Причиной является искривление носовой перегородки, аллергические заболевания или хроническая инфекция в носоглотке – аденоиды, тонзиллит, кариес зубов.

Обычно гайморит начинается после перенесённой на ногах вирусной инфекции, затяжного ринита, аллергических патологий. В стадии обострения используют местное лечение при помощи жгутика с лекарственными веществами. Для этого применяют аптечные  и народные средства. Перед процедурой носовую полость промывают тёплой водой или физиологическим раствором.

С мёдом

Смесь готовят из следующих ингредиентов:

• выжимают сок из листьев алоэ;
• получают сок лука;
• мёд;
• мазь Вишневского.

Смешивают компоненты в равных пропорциях и вставляют смоченный тампон в носовые ходы, оставляют на 30 минут, после чего вынимают.

Средство применяют 2 недели ежедневно. Этот состав эффективен в начале заболевания. Но следует помнить, что данный рецепт с мёдом не подходит людям с аллергическими проявлениями.

С мазью Вишневского

Для лечения готовят смесь мази с народными средствами:

• сок алоэ;
• корень цикламена;
• выжатый сок каланхоэ.

Все компоненты смешивают в разных пропорциях. Тампон, смоченный составом, оставляют в носовой полости на 30 минут. Продолжительность лечения 2 недели. Такой метод поможет избежать прокола.

С Ихтиоловой мазью

Лекарственный препарат Ихтиол обладает бактерицидными и дренирующими свойствами. Кроме того, снимает зуд в носу. Мазь применяют при хроническом воспалении гайморовой пазухи.

Ватный тампон или марлевый жгутик смазывают Ихтиоловой мазью и вводят в носовой ход, а через 6 минут вынимают. Курс лечения 1–2 недели.

С хозяйственным мылом

Это рецепт можно применять только в начале заболевания или лёгких симптомах обострения. В состав хозяйственного мыла входят щёлочь, канифоль, жирные кислоты, витамины D и E.

Как делать турунды в нос из бинта. Как сделать турунду в нос

Турунды или тампоны – специальные приспособления из бинта, марли. Для их изготовления нужно взять кусочек исходного материала, скрутить его по спирали в тугой, плотный валик такого размеры, чтобы он помещался в носовой проход.

Кончик готовой турунды смачивают в заранее подготовленном лечебном растворе или в мази, вставляют стороной с лекарством в нос. Причем нижняя часть турунды должна быть снаружи, немного выступая из носа, чтобы впоследствии ее легко было удалить.

Если под рукой нет ни бинта, ни марли, можно использовать вату или ватные косметические диски. Для того, чтобы приготовить турунду из ваты, ее сначала нужно распушить, а потом скатывать в трубочку необходимого размера.

Вставляют турунды поочередно в одну, затем в другую ноздрю.  Ватную можно сверху обмотать бинтом или кусочком марли.

Время нахождения тампона в носу зависит от выбранной для нее лекарственной смеси. Большинство рецептов – народные средства медицины, однако применяются турунды и с уже готовыми, аптечными препаратами.

В прилагающемся ниже

Среди преимуществ использования турунд для лечения гайморита выделяют следующие:

• легкость и простота изготовления в домашних условиях;
• низкая стоимость;
• использование в свободное время;
• простота процедуры;
• предотвращение вытекания лекарства из носового прохода;
• непосредственный контакт лечебного средства со слизистой.

Как сделать турунду в ухо при отите. Что такое турунда и как сделать турунду самому

Не многие знают, что турунда — это небольшой ватный или марлевый тампон, который имеет достаточно широкое распространение в медицине. Он может использоваться при лечении различных гинекологических заболеваний, а также заболеваний носа или уха. Чаще всего, его используют для лечения проблем с ушами. Турунду можно приобрести в любой аптеке, а если она срочно необходима — без особых усилий сделать турунду самому.

Когда используют турунды

Само слово «турунда» в переводе означает «жгутик», что соответствует ее внешнему виду. Она используется  для того, чтобы доставить лекарственный препарат в труднодоступное место.

Как правило, их смачивают в специальных лекарственных растворах, маслах или растительных экстрактах и вводят по назначению. С их помощью можно достичь заживления ран в более быстрые сроки, избежать возможных осложнений заболеваний или снять неприятные симптомы.

Наиболее популярным способом их использования является введение в слуховой канал при отите, однако возможны и другие варианты:

• Введение ректально или в мочеиспускательный канал, для лечения геморроя или воспалений мочеполовой системы;
• Введение в нос при лечении гайморита
• Использование при заживлении гноящихся ран;
• Использование во время проведения хирургических манипуляций.

Когда используют турунды

Турунды часто используются в хирургии, однако нам они более знакомы как помощник при лечении отита или гайморита. С помощью этого нехитрого приспособления можно доставить лекарство в труднодоступное место.

Также турунда обеспечивает более длительное действие лекарства на необходимом участке, не давая каплям вытечь их уха или носа.

Жгуты для поддержания гигиены органа слуха

Турунды часто применяются как жгуты для поддержания гигиены органа слуха.  От материала отрывается небольшой кусочек и скатывается в жгут. Он пропитывается необходимыми средствами, в случае с ушами это будет настой лекарственных трав или 3% перекись водорода.

Далее производится очищение слухового канала от серы, путем введения турунды и легкими движениями от центра канала к его краям.

Турунды при лечении уха

Привычным является использование турунды при лечении уха . Такой метод особо популярен среди маленьких детей.

Использование этих ватных жгутиков актуально при лечении заболеваний наружного или среднего уха. Борьба с этими проблемами обязательно включает в себя использование ушных капель, которые без использования турунды просто вытекут из слухового канала.

В положении больного на боку, ему в ухо капают необходимые капли (слегка подогретые перед использованием), а затем в канал вводится небольшая турунда. Делать это необходимо очень аккуратно и придерживаясь следующих правил:

• Не делать ватный жгутик слишком больших размеров;
• Не стараться засунуть его как можно глубже в ухо;
• Всегда оставлять снаружи небольшой кончик;
• Своевременно менять турунды;
• Строго придерживаться дозировки препарата.

Как сделать турунду

Чаще всего их делают из ваты или бинта, если ничего из этого нет под рукой, то можно воспользоваться ватным диском. Не нужно брать большие куски материала и делать огромные жгуты. Турунды, вводимые в ухо или нос, должны быть не более 6 см в длину и 6 мм в ширину.

Также жгут необходимо тщательно скручивать, чтобы в процессе извлечения его часть не осталась внутри.

Разновидности

Турунды разделяются в зависимости от использования и изготавливаемого материала. Использоваться они могут в хирургических, а также в лечебных целях, при стационарном или домашнем лечении.

В зависимости от материала, из которого они делаются, можно выделить:

• Ватные или сделанные из ватного диска;
• Марлевые
• Бинтовые.

Турунды из марли или бинта

Для изготовления турунды из марли или бинта нужно отрезать заготовку размерами 5х15 см. Чтобы избежать образование мелких ниточек, необходимо свернуть края внутрь и скрутить полученную полоску, держа ее за края.

Полученную заготовку можно также сложить вдвое. Обязательно проследить, чтобы ширина изделия не превышала 6 мм.

Турунда из ваты

С ватой справиться немного сложнее, поэтому на этом способе стоит остановиться подробнее. Необходимо взять небольшой кусочек ваты,  немного распушить его и растянуть в длину до образования жгутика, а затем скрутить в аккуратный валик, начиная движения от центра заготовки. Полученный ватный жгут сложить и тщательно скрутить.

Диаметр полученного изделия не должен превышать 5 мм. Турунды из ваты получаются мягкими, а в результате скручивания волокон достигается необходимая плотность изделия, которое не согнется и не развалится.

Турунда из ватного диска

При отсутствии других материалов, выходом будет турунда из ватного диска. Делается она очень просто. Диск необходимо разделить на две части, сложить пополам и скрутить в жгут. Он получится небольшим и вполне аккуратным.

Как почистить нос новорожденному

Очистка носа взрослого человека происходит благодаря высмаркиванию. Новорожденный или малыш до года самостоятельно избавляться от слизи в носу еще не умеет. Ему необходима помощь мамы. Только она сможет очистить маленький носик от разного рода загрязнений.

С самого начала жизни, маленький человечек обладает достаточно узкими проходами носика, отсюда и частое засорение его посредством различных загрязнителей, например пыль, дым, волокна ткани, шерсть и так далее. Даже материнское молоко способно стать причиной чихания крохи. Когда носик младенца засоряется, ребенок начинает шумно дышать, сопеть, становится капризным, его что-то беспокоит. И это что-то и есть затрудненное дыхание.

В такой ситуации природой установлено так, что кроха сам может справиться с забитым носиком, при помощи частого дыхания. Главная цель мамы – это поддержание чистоты в помещении, где находится малыш и устранение причин загрязнения. В этом случае хорошо выручит влажная уборка, которую рекомендуется проводить хотя бы раз в день.

Для того чтобы носовая слизь малыша не засыхала, образовывая корочки, необходимо регулировать влажность и температуру в помещении. Они должны быть 21 С и 60 %. Важно вовремя промокать носик ватными жгутиками, которые реально сделать самостоятельно.

Турундочки – это ватные жгутики приблизительно 4 мм толщиной, которую мама сама определит в ходе многократного пользования. Длина их может быть любой, на усмотрение матери.

Скручивая ватные жгутики, надо добиться эффекта их упругости, однако они не должны быть слишком плотными, так как это может оцарапать слизистую носика ребенка.

Алгоритм создания ватных жгутиков

1. Оптимальным вариантом при выборе материала для жгутиков может служить обычная стерильная вата. Взяв кусочек ваты, устанавливаем длину, относительно длины шариковой ручки. Нужно учитывать, что ширина должна быть одинаковой.
2. Затем надо закрутить ватную полоску в жгутик.
3. Согнув жгут пополам, необходимо его закрутить.
4. Во избежание раскручивания жгута, можно один его конец смочить в холодной воде, и прижать.
5. Важно иметь в запасе 11-16 ватных жгутиков, чтобы хватило на несколько использований. Учитывая, что за один раз используется 6 турундочек.

Нужно обратить особое внимание, что используются именно турундочки, а не ватные палочки, потому что они более грубые, а это нехорошо для маленького носика.

Когда мама прочищает жгутиками нос ребенка, предварительно надо смочить их в детском специальном масле. Очищать носик нужно круговыми движениями, не слишком
быстро. Если в носовых ходах крохи образовались корочки, то масло сможет их смягчить, и они сами выйдут наружу.

Процедура очищения носовых проходов требует следующих атрибутов

1. Вата или ватные тампоны, или диски.
2. Кипяченое масло (вазелиновое, персиковое, растительное).
3. Физраствор в пропорции одна чайная ложка на литр прокипяченной воды. Также, для предварительного промывания носа подойдет Аквамарис в каплях, Хьюмер и прочие препараты. Нужно заметить, что спрей для грудничков еще рано вводить в использование, только капли.

Заготовить все необходимые предметы нужно заранее, упаковав их в специальную тару для хранения. Это может быть мисочка или коробочка.
Сделать из ваты жгутики, когда слизь чуть подсохнет. Для размягчения образовавшихся корочек, нужно капнуть пару капель физраствора или аквамарис и так далее.
Потом нужно макнуть жгутик в масло, но, чтобы оно потом не стекало, важно хорошенько его выжать.

Жгутик помещать надо в ноздрю ребенку круговыми движениями, так, чтобы она углубилась максимум на 2 см. Потом можно вытаскивать. Действие повторяется несколько раз, в каждую ноздрю, до тех пор, пока жгутики не станут чистыми.

И в заключительной стадии процесса, надо не забыть убрать оставшиеся масло и слизь с внешней стороны носа малыша.

Видео как почистить носик новорожденному

Как сделать ватный жгутик

Многие молодые мамочки сталкиваются с проблемой очистки крошечных носиков своих малышей. Как почистить нос новорожденному, мы уже писали ранее, но как оказалось, нужно рассказать и о том, как же правильно сделать ватные турундочки =)

Как говорилось, турундочки – это жгутики из ваты толщиной 3-5 мм, которыми мы чистим нос малышу. Скрутить турундочки можно несколькими способами, например просто взять кусочек ваты и скрутить в один слой. Но такие жгутики как правило слишком мягкие, мнутся и сгибаются и совершенно не хотят просовываться в детский носик.

Как мама со стажем, могу предложить слегка усложнить процесс – сделать турундочки путем двойного перекручивания. Так, они получаются достаточно упругими, чтобы очистить носик младенца, и в то же время недостаточно жесткими, чтобы его оцарапать.

 

 

 

 

Итак, приступим. Лучше всего для турундочек подойдет обычная вата. Берем кусок ваты, длиной примерно с обычную шариковую ручку.

 

 

 

 

Отрываем тоненькие полосочки, стараемся чтобы толщина была примерно одинаковой по всей длине.

 

 

 

 

Скручиваем полосочку в упругий жгутик.

 

 

 

 

Перегибаем жгутик пополам и продолжаем закручивать в том же направлении, чтобы кончики «переплелись» между собой. Потренируетесь – и будет получаться замечательно!

 

 

 

 

Хвостик можно слегка смочить в воде и примять, чтобы предотвратить раскручивание.

 

 

 

 

Удобно сделать сразу несколько турундочек и потом использовать их по мере необходимости. Я своим крошкам делала сразу на неделю и складывала в коробочку.

Успехов!

 

 

При копировании статьи обязательна активная ссылка на источник — ЧуДетство.ру

✨Сто легальных способов заработать дома✨

Понравилась статья? Расскажи о ней друзьям.

Первый месяц жизни малыша. Уход за новорожденным

Переступив порог дома с драгоценным посапывающим свертком на руках, Вы остаетесь наедине с малышом.

Первые 28 дней его жизни считаются самыми ответственными в жизни  новорожденного. И именно в эти дни он осваивается во внешнем мире и требует к себе пристального внимания. Ни одна мелочь в его самочувствии или поведении не должна остаться незамеченной. От этого зависит его дальнейшее развитие и здоровье. Ребенок должен находиться в чистоте, быть сытым и сухим. О том какой уход необходим малышу в первый месяц жизни мы сегодня и поговорим.

 Утренний туалет новорожденного

Утренний туалет новорожденного начинается с обработки пупочной ранки. Перед тем как обрабатывать пупочную ранку, необходимо тщательно вымыть руки с мылом и только потом можно приступать к обработке пупочной ранки. Вначале необходимо аккуратно развести края пупочной ранки и смазать ватной палочкой смоченной раствором 3% перекиси водорода. Если отделяемого много и палочка им пропитывается, то для дальнейшей обработки берут новую палочку. Если в ранке есть остатки перекиси водорода, то их удаляют чистой сухой ватной палочкой. На заключительном этапе ранка смазывается раствором бриллиантового зеленого. Следующим этапом в утреннем туалете новорожденного является туалет глазок малыша. Для этих целей используют ватные диски смоченные кипяченной водой комнатной температуры. Влажным диском (отдельным для каждого глаза) Вы осторожно проводите от наружного угла глаза к носику младенца. Если глаза гноятся, то для их промывания можно использовать отвар ромашки. Промывание глаз осуществляется два раза в день: утром сразу после пробуждения крохи и перед сном. Носовые отверстия прочищают ватными жгутиками, смоченными в кипяченной водичке. Чтобы удалить образующиеся иногда в носу младенца корочки, вначале закапывают в каждую ноздрю физиологический раствор, который без проблем можно приобрести в любой аптеке, а через 10-15 минут очищают нос ватными жгутиками. Ватный жгутик вводится в полость носа не более чем на 1 см, осторожными винтообразными движениями, при этом одной рукой вы «орудуете» жгутиком, а второй придерживаете головку малыша, чтобы нечаянно не навредить крохе. Далее обмывают лицо, шею и ручки ребенка кипяченой водой при помощи ватного диска. Вымытые части тела просушивают чистым мягким полотенцем, осторожно прикасаясь к коже ребенка, промакивающими движениями. Завершается утренний туалет подмыванием младенца теплой кипяченой водой под проточной водой. Девочек подмывают спереди назад, чтобы не внести инфекцию в мочеполовые органы. Просушенные складки кожи смазывают детским увлажняющим кремом, при необходимости их припудривают детской присыпкой или тальком. На этом утренний туалет  заканчивается.

В течение дня после каждой смены подгузника (раз в 3 часа) или испражнения, младенца обязательно подмывают. Все гигиенические процедуры мамочка выполняет чистыми, тщательно вымытыми руками, предварительно освободив их от колец и часов. Ногти у Вас должны быть коротко острижены, кожа — без заусениц.

Купание новорожденного

К ежедневным купаниям новорожденных приступают через 1 день после отпадения пуповинного остатка, когда заживает пупочная ранка. Воду для купания не кипятят, температура воздуха в помещении поддерживается на уровне 22-23 градусов цельсия. Заполняют ванночку с таким расчетом, чтобы ребенка можно было погрузить в воду до плеч. В водичку можно добавлять отвары трав (ромашка, чистотел), слабый раствор марганцовки. Температура воды для купания должна быть не более 37,2. Для купания удобна небольшая ванночка. Перед каждым купанием ванночку моют щеткой с мылом. Температура воды измеряется специальным термометром. С мылом малыша купают один-два раза в неделю. Надо следить, чтобы вода не попадала в глаза, ушки малыша. Продолжительность купания составляет около 5 минут. Купать малыша целесообразно перед последним кормлением.

Статья подготовлена заведующим педиатрического

отделения, врачом-педиатром Вареник В.М. 

Инородное тело в носу у ребёнка. Что делать? — Детский медицинский центр Поллианна

Инородное тело в носу у ребёнка. Что делать?

Наши дети очень любопытные от природы и постоянно познают себя и окружающий их мир. Во время таких познаний и игр, они пытаются помещать себе в носовые ходы различные предметы: косточки, кусочки фруктов, булавки, монеты, бусинки, бумагу, пластилин, вату, семечки, виноград, стекло. Помимо этого, в полость носа могут попасть самопроизвольно живые инородные тела — насекомые, личинки и т.д.
А одним из самых опасных инородных тел носа являются батарейки — окисляясь, они вызывают разрушение перегородки носа.
Кроме того, кусочки пищи из ротовой полости могут попасть в нос через хоаны при срыгивании и рвоте.

ПЕРВЫЕ СИМПТОМЫ ИНОРОДНОГО ТЕЛА НОСА:

• внезапное беспричинное беспокойство ребёнка, плач;
• длительное чихание, слезотечение;
• ковыряние пальцем в носу;
• односторонние обильные, водянистые выделения из носа;
• внезапная гнусавость голоса;
• затрудненное носовое дыхание с одной сторон.

ПОЗДНИЕ СИМПТОМЫ:

• гнойные, сукровичные выделения из носа с одной стороны;
• неприятный запах изо рта и носа;
• головная боль;
• раздражительность, быстрая утомляемость, плаксивость.

Тактика при подозрении на инородное тело носа:

• Закапать сосудосуживающие капли в нос в возрастной дозировке.
• Через 5 минут попытаться высморкаться, прижав крыло носа к перегородке на здоровой стороне.
• Спровоцировать чихание (скрутить небольшой ватный жгутик и пощекотать у входа в нос).
• Срочно доставить ребёнка к специалисту.
• Даже если вам удалось удалить инородное тело, нужно всё равно показать ребёнка ЛОР-врачу, чтобы убедиться в том, что инородный предмет извлечён полностью.

ЧТО НЕЛЬЗЯ ДЕЛАТЬ:

• Промывать нос жидкостями.
• Удалять инородное тело пинцетом, ватной палочкой, выковыривать ножницами.
• Давить на крылья носа с пострадавшей стороны.

Опасность инородного тела носа состоит ещё в том, что через хоаны и ротоглотку оно может проскочить в дыхательные пути, с возможным развитием дыхательной недостаточности и удушья, вплоть до смертельного исхода.
Поэтому нужно проводить беседы со своим детьми, учить их, чтобы они ничего не засовывали в нос и тщательно следить за ними.

Перейти на главную страницу блога

Уход за грудничком — Как ухаживать за грудным ребенком

Содержать своего малыша в чистоте – значит обеспечить ему комфортные условия, необходимые для полноценного развития.

---

Содержать своего малыша в чистоте – значит обеспечить ему комфортные условия, необходимые для полноценного развития. Для этого важно регулярно проводить необходимые ребенку гигиенические процедуры и соблюдать ряд простых правил.

Новорожденным гигиенические процедуры следует проводить не только утром и вечером, но и в течение дня, так как организм малыша еще адаптируется к внеутробным условиям и требует особой заботы. Кроме того, средствам по уходу за ребенком в этот период нужно уделить пристальное внимание.

Глаза

Утренний и вечерний туалет новорожденного малыша заключается в умывании лица теплой кипяченой водой и промывании глаз смоченным кипяченой водой стерильным ватным тампоном. Каждый глаз промывают отдельным тампоном в направлении от наружного угла к переносице, затем сушат чистыми салфетками. В течение дня глазки ребенка промывают по мере необходимости.

Нос

Носик малыша приходится очищать довольно часто. Для этого используют ватные жгутики, приготовленные из стерильной ваты. Жгутик смазывают стерильным вазелиновым или растительным маслом и вращательными движениями осторожно продвигают вглубь носовых ходов на 1,0-1,5 см; правый и левый носовые ходы очищают отдельными жгутиками. Не следует слишком долго проводить эту процедуру и ни в коем случае нельзя использовать для нее плотные предметы – например, палочки с накрученной ватой и т.п.

Вступайте в клуб Similac «Растем вместе!» и получайте скидки, подарки и советы от экспертов.

Вступить в клуб →

Ногти

Ногти новорожденному ребенку и ребенку грудного возраста нужно обрезать по мере необходимости. Удобнее пользоваться специальными детскими ножницами с закругленными концами.

Прочие гигиенические процедуры

Лицо, шею, ушные раковины (но не слуховой проход), руки ребенка умывают теплой кипяченой водой или протирают кусочком ткани, смоченной водой, затем промокают насухо. В возрасте 1-2 месяцев эту процедуру проводят не менее двух раз в день, по необходимости больше.

После того как малыш сходил в туалет, его подмывают, соблюдая определенные правила. Девочек подмывают спереди назад, чтобы избежать загрязнения и инфицирования мочеполовых путей. Подмывание мамa проводит своей рукой, на которую направляет струю теплой воды (37-38 °С). Не нужно направлять струю воды на промежность ребенка – это может травмировать его. Кроме того, нельзя подмывать детей непроточной водой – например, в тазике.

После подмывания ребенка кладут на пеленальный стол и чистой пеленкой промокают кожу. Для профилактики опрелостей кожные складки смазывают стерильным растительным маслом или специальными детскими кремами в определенной последовательности: за ушами, шейную складку, подмышечные, локтевые, лучезапястные, подколенные, голеностопные и паховые области. При этом мама сначала втирает масло или крем в свои ладони, а затем остатки наносит на кожу малыша. Такой метод нанесения называется «дозированием через материнские руки».

Малыш взрослеет

Когда малыш уже прошел первые этапы адаптации к внеутробным условиям, уход за ним становится проще. Грудного ребенка (со 2-го месяца жизни) умывают утром и вечером, а также по мере необходимости – но уже реже, чем в период новорожденности. С 4-5 месяцев можно умывать ребенка водопроводной водой комнатной температуры.

Во время ухода за малышом разговаривайте с ним: рассказывайте ему, что делает мама, напевайте песенку и обязательно улыбайтесь. Таким образом Вы поможете малышу не пугаться гигиенических процедур и привыкнуть к ним – тогда Вы сможете использовать это время для общения друг с другом.

Уделяя достаточно времени и внимания утреннему и вечернему уходу за малышом, Вы подарите ему прекрасное самочувствие и хорошее настроение всей семье!

Материал подготовлен на основании Информационно-образовательного вестника «Здоровье семьи». – 2010. – № 1.

Аптечка для новорождённого: чем дополнить

Статью подготовила педиатр Юлия Александровна Ермолаева

Новорожденный ребенок требует особого ухода, поэтому в ожидании рождения малыша каждому родителю советую в обязательном порядке сформировать детскую аптечку. Её можно купить в готовом виде, называется она «Аптечка матери и ребенка».

Состав сформированной детской аптечки зависит от производителя и, как правило, включает стандартный набор: спринцовку, соски, пустышки, глазные пипетки, губки, детское мыло, крем, присыпку, термометры для измерения температуры тела и воды, полиэтиленовую пленку, перевязочные материалы, бактерицидный лейкопластырь, вазелиновое масло, йода спиртовой раствор 5%, перманганат калия.

Я предлагаю расширить этот список и дам несколько советов по комплектации этого набора.

Что потребуется для ухода за новорожденным ребенком?

• Гигиенические принадлежности для ухода.
• Вата стерильная и ватные диски. Стерильная вата необходима с первых дней жизни крохи для проведения ежедневного утреннего туалета. Из ваты можно скатывать небольшие жгутики, которыми чистят носик и ушки, ватные диски лучше использовать для умывания лица и тела, так как вата оставляет частички хлопка на коже.
• Ватные палочки с ограничителями. Эти палочки можно использовать для обработки пупочной ранки, а туалет носика и ушей лучше проводить ватными жгутиками.
• Влажные салфетки. Салфетки должны быть специальными, детскими, без содержания спирта и парфюмерной отдушки, очень удобны при смене подгузника, на прогулке.
• Маникюрные ножницы. Ножницы обязательно должны быть детскими и с тупыми концами, чтобы не поранить малыша. У новорожденных ногти растут очень быстро, поэтому подстригать их придется несколько раз в неделю!!!
• Аспираторы: спринцовка для носа или механический аспиратор. Эти приспособления понадобятся для удаления, отделяемого из носа при наличии насморка. Для ежедневного туалета носа использовать только ватные жгутики.
• Газоотводная трубка необходима при вздутии кишечника. В качестве газоотводной трубки можно использовать обычную спринцовку. Для этого у обычной груши (25-30 мл) можно отрезать мягкий наконечник и использовать его для отведения газов.
• Детское мыло для купания. Для удобства можно приобрести жидкое с дозатором, использование мыла при купании 1 раз в неделю.
• Вазелиновое и массажное детское масло. Масло детское пригодится для массажа, в качестве смягчающего средства, для удаления «корочек» на голове новорожденных. Вазелиновое масло предназначено для смачивания ватных жгутиков при обработке носа и ушей, смазывание наконечника клизмы перед применением.
• Крем под подгузники. В продаже представлен широкий арсенал косметических средств от опрелостей и раздражения, которые часто возникают под подгузниками. От этой неприятности не застрахован ни один малыш, даже если гигиене в семье уделяется огромное значение, среди этого многообразия рекомендуем использовать «Бепантен», «Дропален», цинковая паста при потничке, для подсушивания и снятия раздражения и другая детская косметика.
• Присыпка. Незаменима при раздражении кожи, может использоваться для ежедневного применения. Присыпку лучше приобретать без ароматических добавок.
• Термометр водный и для измерения температуры тела (2 шт). Водный необходим для определения температуры воды для купания новорожденного. Оптимальная температура воды для купания 35- 37 градусов. Термометр для измерения температуры тела может быть ртутным, электронным или инфракрасным, по вашим потребностям.
• Мочеприемник детский – необходимое приспособление для сбора мочи.
• Набор для обработки пупочной ранки. В последнее время широко вводится в практику туалет пуповинного остатка водой из-под крана и отсутствие необходимости обработки пупочной ранки антисептическими растворами. Несмотря на это, при наличии отделяемого, кровоточивости, неприятного запаха я настоятельно рекомендуем проводить туалет пупочной ранки по стандартной методике. Для туалета пупочной ранки в аптечке вам понадобится: 
  — Перекись водорода 3%. Ее используют для предварительной обработки пупочной ранки перед нанесением антисептиков. Желательно, чтобы концентрация перекиси была не более 3%.
  — В качестве антисептика можно использовать раствор бриллиантового-зеленого, 2-5 % водный раствор марганцовки. Эти растворы отлично подсушивают ранку и препятствую воспалению. Раствор марганцовки должен хранится в темноте, так как под воздействием света происходит его разрушение. Концентрированный раствор следует хранить максимум неделю, а разбавленный 2-5% – несколько часов.

Список медикаментов

Средства от кишечных колик.

Препараты на основе симетикона и диметикона уменьшают газообразование за счет снижения поверхностного натяжения пузырьков газа: эспумизан L, боботик, саб симплекс. Данные лекарственные средства не всасываются, действуют только в кишечнике, поэтому не представляют опасности для здоровья. Эти препараты можно принимать до, во время или после кормления, а также непосредственно при приступах кишечных колик.

Растительные препараты, снижающие газообразование: плантекс, укропная вода, бейби калм. Обращаю внимание, плантекс противопоказан детям с лактазной недостаточностью, которая очень часто встречается у малышей.

При запорах. Глицериновые свечки можно использовать при запоре (для малышей — 1/7 часть). Микролакс — микроклизмочки, очень удобны в использовании (для малышей вводится половинка тюбика). Дюфалак и другие слабительные требуются далеко не всем, поэтому покупать для стандартного набора не стоит.

Жаропонижающие препараты. Ректальные свечи с содержанием ибупрофена, парацетамола: цефекон Д, эффералган, панадол, нурофен. Сиропы на основе парацетамола, ибупрофена: нурофен, ибуфен, панадол, парацетамол, калпол, эффералган.

Для носа. Растворы для промывания носа: аквамарис или аквалор , их дешевые аналоги физиологический раствор 0,9%. Називин 0,01% — сосудосуживающее средство от насморка, назначается при заложенности носа.

Против аллергии. Фенистил – антигистаминные капди для приема внутрь, назначаются при аллергии, а также перед подготовкой к вакцинации. Фенистил гель — применяется наружно при укусах насекомых, аллергических проявлениях на коже.

При прорезывании зубов – калгель, дентинокс.

Предложенный список является обязательным. Возможно, не все препараты пригодятся, но лучше их всегда иметь под рукой.

Перечень необходимых препаратов, приспособлений и инструментов лучше всего хранить в специальном ящичке, коробке. Размещать аптечку следует в сухом, темном и недоступном для детей месте.

ЗАПИСАТЬСЯ НА ПРИЁМ К ПЕДИАТРУ

 

Бактериальный жгутик: неснижаемо сложный? — Статьи

Ранее я описал, как жгутик бактерий спонтанно собирается упорядоченным образом, без помощи сознательного агента. Я не собирался предлагать сторонникам ID рассуждать иначе, но я сказал, что они часто пишут о сборке неясным и вводящим в заблуждение образом. Сегодня я хочу обосновать это утверждение на нескольких примерах.

Сторонники

ID обычно указывают на самосборку сложных структур, таких как жгутик, чтобы доказать, что они не могли быть созданы эволюционными механизмами.В своей книге 2007 года The Edge of Evolution Майкл Бихи включает целое приложение о том, как собирается бактериальный жгутик, чтобы установить эту связь. В первом абзаце он пишет:

Необходимость спонтанно собирать сложные механизмы чрезвычайно усложняет любое предполагаемое дарвиновское объяснение основы жизни, которое должно выбираться из крошечных, случайных шагов … В клеточном наноботе, где машины управляют шоу без помощи сознательных агентов, все имеет собирается автоматически (стр. 261).

Как жгутик возник и как собирает — это, конечно, два разных (хотя и не совсем не связанных) вопроса, но различие теряется в большей части литературы по ID. Согласно ID, сборка якобы представляет собой серьезное препятствие для эволюционного происхождения жгутика, потому что эволюция должна учитывать не только производство всех частей, но и производственный процесс. Вслед за Бихи Джонатан Уитт, старший научный сотрудник Discovery Institute, предполагает, что основные силы природы не могут создавать сложные самособирающиеся структуры:

[E] Даже если бы природа имела под рукой все необходимые белковые части для создания бактериального жгутика, что-то все равно нужно было бы собирать их в точном временном порядке, как автомобили собирают на заводах.Он продолжает описывать, как генетические инструкции для определенных белковых компонентов интерпретируются последовательно, в том порядке, в котором эти части необходимы. Этот дополнительный уровень сложности поверх и без того неснижаемой сложной структуры (самого жгутика) предположительно указывает на еще более сложный уровень инженерии, чем считалось ранее.

Искусственные и молекулярные машины: одинаковые или разные?

Риторическая эффективность этого рассуждения основывается на сравнении между созданными руками человека машинами или зданиями и молекулярными.Аргумент кажется особенно убедительным, потому что процесс проектирования и сборки автомобиля или здания пронизан языком дизайна: планирование, предвидение, чертежи и т.д. с подробным описанием строения ресничек и жгутиков бактерий. Он сравнивает этот процесс со строительством смотровой башни в своем университете под названием Iacocca Hall:

.

Как и все подобные здания, оно было построено по принципу «снизу вверх-вниз».Под «снизу вверх» я имею в виду, что, конечно, сначала нужно было залить фундамент здания, затем цокольный этаж и так далее… Под «сверху вниз» я имею в виду, что здание было спланировано. Следили за чертежами, заказывали припасы, закупали землю, перебрасывали оборудование и так далее — все с учетом окончательной конструкции смотровой башни (стр. 85).

Оказывается, что строительство больших построек в камере требует такой же степени планирования — такой же дальновидности, такой же укладки припасов, тех же сложных инструментов, — что и строительство смотровой башни в зале Якокка.На самом деле, это требует гораздо большей сложности, потому что весь процесс выполняется невидящими молекулярными роботами, а не сознательными рабочими-строителями, которые собирают повседневные здания в нашем повседневном мире (стр. 87).

По словам Бехе, строительство сложных структур в камере требует даже большего планирования и изощренности, чем строительство искусственного здания. Кто, мы можем спросить, все это планирует? Бихи, конечно, не имеет в виду, что в камере есть миниатюрный прораб, руководящий сборкой (в конце концов, он имеет в виду невидящих молекулярных роботов), но трудно не представить себе «человека за занавеской», если позаимствовать изображение из The Wizard of Оз .Он говорит об Интеллектуальном конструкторе, который должен предварительно загрузить в бактерию все инструкции, необходимые для создания жгутика.

Как показывает наш повседневный опыт, чем больше интеллекта и дизайна используется в производственном процессе, тем менее сознательное вмешательство требуется для сборки сложной машины. Автомобили можно изготавливать на конвейере почти полностью бездумными роботами, но только потому, что сами роботы спроектированы разумно. Клеточные машины, такие как жгутик, собираются спонтанно при сознательном вмешательстве –.Таким образом, согласно этой логике, процессы управления, направляющие сборку, должны быть работой поистине превосходного Дизайнера.

Но оправданно ли мы применять такой язык планирования / предвидения к тому, что происходит внутри клетки? Насколько далеко мы можем зайти в параллель между молекулярными машинами и созданными руками человека? Я бы сказал, что различия реальны и существенны. Как часто вы видели, как искусственная машина собирает и даже ремонтирует себя, как это делает жгутик? Или целая фабрика воспроизводит себя, как клетка? Возможно, эти удивительные особенности жизни указывают не на конкретное дизайнерское событие, а на тот факт, что законы Бога, управляющие биологией, даже более мощные и творческие, чем мы ранее признавали.

Запутанное смешение сборки и эволюции в литературе по ID

Хотя ученые часто сравнивают клетку с фабрикой, производящей сложные машины, они справедливо признают пределы сравнения: клетка определенно в отличие от фабрики, когда дело доходит до того, как на самом деле происходит сборка. Как сказала биофизик Сара Вудсон в комментарии к журналу Nature , 2005 г., ,

.

Макромолекулярные машины клетки содержат десятки или даже сотни компонентов.Но в отличие от машин, созданных руками человека, которые строятся на конвейерах, эти клеточные машины спонтанно собираются из своих белковых и нуклеиновых компонентов. Это как если бы автомобили можно было изготавливать, просто бросая их части на заводской цех.

Утверждение Вудсона мощно, потому что оно указывает на то, насколько нелогично, что молекулярные машины собираются из случайных столкновений между молекулами. Но Бихи использует эту цитату своеобразным образом, чтобы отмахнуться от одной «неразумной» альтернативы эволюции путем естественного отбора, называемой теорией самоорганизации:

Некоторые очень простые схемы движения в час пик являются самоорганизующимися, но самоорганизация не объясняет, откуда берутся очень сложные карбюраторы, рули и все другие физические части, не говоря уже о том, как «автомобили можно изготавливать, просто переворачивая их. детали в заводской цех »(с. 159).

Я говорю, что это странно, потому что ни теория эволюции, ни самоорганизация не претендуют на объяснение того, как все части белка физически собираются вместе, чтобы собрать функционирующую машину, такую ​​как жгутик. (Они и стремятся объяснить, откуда в первую очередь берутся детали.) Возможно, невольно Бихи нападает на соломенного человека, когда он говорит, что эти теории не могут ответить на вопрос, на который они не претендуют в первую очередь.

В конце своего приложения о том, как собирается бактериальный жгутик, Бихи снова ошибочно объединяет эволюцию и сборку.Сначала он описывает настоящую дискуссию в научной литературе о том, как жгутик бактерий связан с аналогичной структурой в клетке, называемой секреторной системой типа III (TTSS). Затем он заявляет, что « ни одна из статей серьезно не рассматривает вопрос о том, как любая структура может быть собрана путем случайной мутации и естественного отбора». В качестве доказательства он приводит обзорную статью 2003 года, озаглавленную Как бактерии собирают жгутики :

.

Как такой путь [сборки жгутика] развился в результате случайной мутации? В обзоре объемом примерно семь тысяч слов фраза «естественный отбор» отсутствует.Слово «эволюция» или любое его производное встречается только один раз, в самом последнем предложении статьи. Говоря о жгутике и TTSS, Макнаб пишет: «Совершенно очевидно, что природа нашла два хороших применения для этого сложного типа приспособлений. Другое дело, как [TTSS и жгутик] эволюционировали… »Дарвинизм не может сказать больше по существу.

Бехи вырывает цитату из контекста. Макнаб не стремился описать то, что известно об эволюции жгутика.Это «другое дело» не потому, что об этом ничего не известно, а потому, что это совершенно другая тема, чем то, как работает сборка. Поэтому неудивительно, что слова «эволюция» и «естественный отбор» встречаются так редко! Таким образом, жгутик — еще один пример — как и система генерации антител — в котором Бихи не в состоянии серьезно взаимодействовать с научной литературой, создавая впечатление, что ее нет на эту тему.

Обширное ремоделирование жгутиков во время сложного жизненного цикла паратрипаносомы, трипаносоматиды с ранним ветвлением

Значимость

Кинетопластиды — это группа протистов с уникальной морфологией и молекулярными особенностями.Многие из них ведут паразитарный образ жизни и являются важными с экономической и медицинской точки зрения возбудителями серьезных болезней сельскохозяйственных культур, животных и человека. Эволюционно Paratrypanosoma confusum находится между паразитическими трипаносоматидами и свободноживущими бодонидами и поэтому является уникальной информативной для изучения возникновения паразитизма. Морфологически он очень гибкий, так как образует три различных жизненных этапа, которые можно изучать отдельно. Особенно интересна стадия гаптомонад, на которой жгутик перестраивается в обширный адгезивный налет.В качестве адаптации к паразитизму Paratrypanosoma потеряла множество ферментов, участвующих в расщеплении макромолекул и способность рецептор-опосредованного эндоцитоза, но приобрела поверхностные белки и мембранные переносчики для получения питательных веществ от хозяина.

Abstract

Paratrypanosoma confusum — моноксенный кинетопластидный жгутик, который составляет самую базальную ветвь очень разнообразных паразитических трипаносоматид, которые включают патогены человека Trypanosoma и Leishmania .Это делает Paratrypanosoma уникально информативным для эволюции обязательного паразитизма из свободного образа жизни и эволюции человеческого паразитизма в некоторых линиях трипаносоматид. Он имеет типичную морфологию промастигот, но также образует прикрепленные к поверхности гаптомонады и амастиготы. Гаптомонады образуются путем прикрепления к поверхности через большую выпуклость у основания жгутика, которая затем ремоделируется в тонкую подушечку прикрепления, связанную с укорочением жгутика. Промастиготы и гаптомонады размножаются бинарным делением, и потомство гаптомонад может либо оставаться прикрепленным, либо вырастить жгутик и возобновить плавание.Секвенирование всего генома и профилирование транскриптомов в сочетании с анализом ультраструктуры клеток показывают, как поверхность и метаболизм клетки адаптированы к паразитизму и как сохраняются характерные особенности цитоскелета. Наши данные демонстрируют, что прикрепление к поверхности жгутика и карман жгутика, зона прикрепления жгутика, подобная Leishmania , и цитостом, подобный Trypanosoma cruzi , являются наследственными особенностями, в то время как эволюция существующих трипаносоматид, включая паразитов человека, связана с с оптимизацией генома и диверсификацией мембранных белков.

Кинетопластидные жгутиконосцы представляют собой разнообразные и широко распространенные протисты, наиболее известные из-за серьезных заболеваний человека, вызываемых трипаносоматидными родами Trypanosoma и Leishmania . Большинство кинетопластид — успешные паразиты, заражающие широкий круг хозяев и обладающие уникальными и многочисленными адаптациями к окружающей среде хозяина. Предполагается, что болезнетворные трипаносоматиды с двумя хозяевами (диксенными) жизненными циклами (насекомое-переносчик и млекопитающее или растение-хозяин) произошли от жгутиконосцев, паразитирующих исключительно на насекомых (1).Самая ранняя известная ветвь клады трипаносоматид, предшествующая ее диверсификации, — это Paratrypanosoma confusum , которая поражает комаров (2). Самой близкой к трипаносоматидам свободноживущей кладой является род Bodo (3, 4)

. Появление монофлагеллированных паразитических трипаносоматид из бифлагеллированных бактериоядных Bodo привело к уменьшению числа генов вдвое (3, 4). Чтобы определить дальнейшие особенности, связанные с эволюцией паразитизма, мы проанализировали морфологию Paratrypanosoma и ее адаптацию к различным условиям in vitro.В сочетании с анализом генома и транскриптома это позволило идентифицировать гены, потенциально связанные с этими особенностями. Одиночный жгутик трипаносоматид — очень гибкая структура, используемая для передвижения, прикрепления и восприятия. Его структура подвергается существенной реструктуризации в течение жизненного цикла для адаптации к различным функциям (5, 6) и тесно связана со структурой жизненно важного кармана жгутика. Подвижность жгутиков также необходима для передачи, уклонения от иммунитета и деления клеток (7) Trypanosoma brucei .Недавно были описаны дальнейшие функции жгутиков, включая образование внеклеточных пузырьков, которые могут обеспечивать взаимодействие хозяина (8) и взаимодействие паразит-паразит посредством мембранного обмена или слияния (9). В морфологическом суперклассе смежных форм (трипо- и эпимастиготы) жгутик прикрепляется к клетке латерально за счет расширенной зоны прикрепления жгутика (FAZ). Альтернативно, в морфологическом суперклассе либерформ жгутик может выступать из жгутикового кармана без расширенного прикрепления (про-, описто- и хоаномастиготы) (10).

Здесь мы сообщаем, что Paratrypanosoma и стеркорейские трипаносомы, включая Trypanosoma cruzi и Trypanosoma grayi , сохраняют больше наследственных генов, чем другие клады трипаносоматид. Несмотря на наличие либерформной морфологии, Paratrypanosoma имеет прикрепление жгутиков к клеткам посредством небольшой FAZ в жгутиковых карманах, подобных Leishmania (11). Он также имеет сложную архитектуру цитостома, подобную T. cruzi (12), но потерянную у T.brucei и Leishmania mexicana . Кроме того, он способен реструктурировать жгутик для прикрепления к поверхностям, создавая обширную адгезивную подушечку, полученную из жгутика, и легко делает это в культуре. Это позволило проанализировать этот процесс, который происходит у большинства линий трипаносоматид (13⇓ – 15). Судя по распределению морфологических признаков у трипаносоматид, мы предполагаем, что морфология Paratrypanosoma близка к морфологии последнего общего предка трипаносоматид.

Результаты

Открытие Paratrypanosoma как внешней группы по отношению ко всем другим трипаносоматидам требует исследования, сфокусированного на распределении морфологических и молекулярных признаков на дереве трипаносоматид. Световая микроскопия живых и окрашенных по Гимзе клеток и сканирующая электронная микроскопия (СЭМ) показали, что в жидкой среде аксеника Paratrypanosoma достигает как подвижного промастигота с длинным свободным жгутиком (рис. 1 A ), так и малоподвижного, прикрепленного к поверхности стадия аналогична гаптомонадам Leishmania (16).Стадия гаптомонад образовывала обширные тонкие бляшки прикрепления на пластиковых подложках (рис. 1 B — E ). Мы также наблюдали эти морфологии в кишечнике хозяина Culex quinquefasciatus . На полутвердом агаре Paratrypanosoma приобрела третью морфологию: амастигота без заметного свободного жгутика (рис. 1 A ). Эти морфологии типичны для моноксенных трипаносоматид: гаптомонады при поверхностном прикреплении в кишечнике беспозвоночного хозяина и амастиготы при выделении.У всех морфологий Paratrypanosoma отсутствует расширенная ФАЗ, типичная для морфологического суперкласса либерформ (11).

Рис. 1.

Морфология Paratrypanosoma . ( A ) Различные морфологии при световой микроскопии окрашенных по Гимзе клеток ( слева, ) и SEM ( справа, ). Промастиготы имеют длинный жгутик с заметной выпуклостью в основании (, вставка ). Обозначены кинетопласт (K) и ядро ​​(N). Ни у гаптомонад, ни у амастигот нет длинного жгутика.( B — E ) СЭМ гаптомонад. ( B ) Гаптомонады прикрепляются перпендикулярно к поверхности плотными скоплениями. ( C ) Кластер гаптомонад, отделенный от поверхности оксидом пропилена, показывает нижнюю сторону прикрепляющей подушки. ( D ) Гаптомонады сохраняют выпуклость на конце своего короткого жгутика. ( E ) Иногда видны длинные жгутики, отходящие от подушечки прикрепления гаптомонад. [Масштабные полосы: 5 мкм ( A , B и C ; кроме A , Среднее изображение , 10 мкм и Inset , 1 мкм), 1 мкм ( D ) и 2 мкм ( E ).]

Нам не удалось установить связь морфологии клеток аксенической культуры с жизненным циклом Paratrypanosoma , что не совсем понятно. У комаров C. quinquefasciatus , инфицированных либо при кормлении сахаром или кровяной мукой, Paratrypanosoma была обнаружена в кишечнике и / или урожае на первом (100% особей, n = 8), втором (100%, ). n = 9) и на третий день после инфицирования (90%, n = 10), но не после дефекации.Получение и сохранение инфекции от личинок третьего или четвертого возраста через окукливание до взрослых комаров проверяли путем добавления промастиготов в воду, содержащую личинок, где промастиготы выживают не менее 2 дней. Взрослые комары обоего пола никогда не заражались ( n = 80). Это может указывать на дефектную инфекционность адаптированных к культуре паразитов. Paratrypanosoma не выживает при 37 ° C более нескольких часов, что свидетельствует о моноксенном образе жизни.Мы также попытались заразить четырех мышей BALB / c комбинацией подкожных инъекций. и i.p. инъекция 10 ⁷ промастиготов, однако через 1–4 недели после инфицирования паразиты не были обнаружены ни культивированием, ни ПЦР. Тем не менее, жизненные циклы со стадиями промастигот, поверхностно прикрепленных гаптомонад и амастигот распространены среди паразитирующих насекомых трипаносоматид (11), а промастиготы и гаптомонады встречаются в векторах Leishmania (16), что позволяет проанализировать морфологию и ультраструктуру Paratrypanosoma . ценный in vitro.

Поверхностное прикрепление широко распространено среди трипаносоматид, однако развитие бляшки, используемой для прикрепления (рис. 1 B — E ), подробно не изучалось. Поэтому мы проанализировали переход Paratrypanosoma между морфологиями промастигот и гаптомонад с помощью покадровой световой микроскопии в культуре (рис. 2) со ссылкой на морфологию гаптомонад с помощью SEM (рис. 1 B — E ). Поверхностное прикрепление промастиготов происходило основанием внешнего жгутика — «выпуклостью» (рис.1 A и D ). После прикрепления жгутик укорачивается до тех пор, пока он почти не выходит из жгутикового кармана, что занимает около 1 часа (рис. 2 и рис. S1 A ). Это было связано с перемещением клеток в вертикальное положение и расширением выпуклости в тонкую вытянутую подушечку, прикрепленную к поверхности. Эти протяженные подушечки могут покрывать большую площадь колонии гаптомонад. Покадровая световая микроскопия показала, что гаптомонады могут делиться, будучи прикрепленными, образуя дочерние клетки, которые могут оставаться прикрепленными, или вырастают расширенный жгутик и отделяются (рис.2 и рис. S1 B и фильмы S1 и S2). Клеточный цикл длился около 6 часов при 20 ° C, а удлинение жгутика и отслоение — 1-2 часа (рис. 2).

Рис. 2.

Прикрепление и репликация промастигот как гаптомонады. Показаны кадры из покадровой видеозаписи взаимопревращения промастигот и гаптомонад. Присоединение промастигота с образованием гаптомонады и двух последовательных подразделений, сначала образующих две гаптомонады, а затем две гаптомонады и два промастигота. Время (часы: минуты) для каждого кадра показано вверху справа, а рисунок расположения ячеек показан внизу слева.(Увеличение: 100 ×.)

Рис. S1.

Мультик процесса крепления. ( A ) Кадры из покадровой видеозаписи взаимопревращения промастигот и гаптомонад. (Увеличение: 100 ×.) ( B ) Мультфильм, изображающий этот процесс. Промастигот свободно плавает и может прикрепляться к поверхности выпуклостью. Жгутик укорачивается, и клетка принимает вертикальное положение с выпуклостью, расширяющейся в тонкую подушечку прикрепления. События деления могут генерировать клетки, которые либо прикрепляются к поверхности, либо вырастают длинный жгутик и покидают колонию.

Превращению промастиготов в гаптомонады способствовали доступность питательных веществ и щелочной pH. Пищеварительный тракт комара богат питательными веществами и, как правило, щелочной (17) и поэтому подходит для гаптомонад. Подушечка для прикрепления была очень устойчивой к нашим попыткам разложить ее ферментативно (набор данных S1), что указывает на то, что она может обеспечивать прочное прикрепление даже в суровых условиях пищеварения в кишечнике комара. Формирование гаптомонад, как и переходы жизненного цикла у других видов, включает значительную реконструкцию жгутика.Поэтому мы секвенировали геном Paratrypanosoma для анализа эволюции жгутика и цитоскелета, связанного с жгутиком, и в качестве эталона для анализа транскриптома различных морфологических стадий для понимания метаболизма.

Используя считывания с парным концом и парным спариванием Illumina, мы собрали черновой вариант генома 31,4 Мбит / с с 31-кратным средним покрытием и 2114 каркасов (максимальная длина 2,99 Мбит / с; N50 438 Кбит / с). Используя Август, обученный на наборе однозначных генных моделей для консервативных генов и картирования чтения с помощью секвенирования РНК (RNA-seq), мы аннотировали 8668 генов, кодирующих белок, 66 тРНК и 122 гена рРНК.Этот набор генов сопоставим с другими трипаносоматидами (18). Присутствовало большинство основных эукариотических генов (72,3%) [аналогичное соотношение с высококачественными геномами T. brucei (74,9%), Leishmania major (73,6%) и Leptomonas pyrrhocoris (72,6%)], что указывает на полная сборка генома (19). Сравнение RNA-seq экспрессии генов между гаптомонадами и промастиготами показало, что 327 и 264 гена значительно активированы, соответственно (частота ложных открытий скорректирована, значение P <0.05, кратность изменения> 2) (набор данных S2). Наиболее активированные гены у гаптомонад были связаны с рибосомой или трансляцией (Dataset S3 A ), тогда как гены с повышенной активностью у промастигот были в основном частью промежуточного метаболизма или окислительно-восстановительных процессов (Dataset S3 B ).

Мы использовали сравнительную геномику, чтобы исследовать, сохранил ли Paratrypanosoma больше наследственных черт, чем другие трипаносоматиды. Используя OrthoFinder (20), мы определили ортологические группы (OG) белков для большого набора трипаносоматид, трех бодонид (свободноживущих Bodo saltans и Neobodo designis и паразитарных Trypanoplasma borreli ), эндосимбиотических Persembiotica sp.и Naegleria gruberi , гетеролобозный (рис. 3 и набор данных S4). Затем мы подсчитали количество предковых OG (OG, общих с любым бодонидом или Naegleria ). T. grayi , паразит из стеркорарийных трипаносомных крокодилов, имел наибольшее количество предковых OG (6 197), а Paratrypanosoma занимал второе место (6066). Это было ожидаемо, учитывая, что у обоих видов самые короткие ветви в мультигенном дереве (рис. 3). Следовательно, эти два вида — самые медленно эволюционирующие трипаносоматиды в нашем наборе данных.

Рис. 3.

Семейства предковых генов у Paratrypanosoma и других трипаносоматид. ( A ) Филогенетическое дерево трипаносоматид, основанное на 98 сопряженных последовательностях белков. Поддержка узла дерева отображается как «поддержка начальной загрузки / апостериорная вероятность», а «* / *» указывает на полную поддержку. Количество OG, общих с одним бодонидом и / или Naegleria , обозначено цветом для каждого вида (шкала слева). Прибыли OG (синий) и убытки (красный) были нанесены на карту экономией Долло. Для наглядности показано меньшее количество базальных узлов (рис.S6). ( B ) Визуализация филетических паттернов для шести клад: закрашенный круг, Paratrypanosoma , ○ Phytomonas / Blechomonas ; закрашенный треугольник, Leishmania / Leptomonas / Crithidia ; открытый треугольник, стеркорарийные трипаносомы, закрашенный квадрат, слюнные трипаносомы; открытый квадрат, бодониды / Perkinsela / Naegleria . Показаны подсчеты OG, уникальные для каждой клады, и все возможные пересечения шести клад, нанесенные на логарифмическую шкалу с указанием выбранных подсчетов.Указано количество предковых OG, общих для одной (темно-зеленый) или двух (светло-зеленый) клад.

Мы также тщательно изучили распределение предковых ОГ по основным моно- или парафилетическим группам: ( i ) Paratrypanosoma , ( ii ) слюнные и ( iii ) стеркорарийные трипаносомы, ( 9000i) Leishmania , Leptomonas , Crithidia ), ( v ) Phytomonas / Blechomonas и ( vi ) bodonids / Perkinsela / Naegleria.У стеркорарийских трипаносом и Paratrypanosoma было наибольшее количество предковых OG, уникальных для этих клад: 123 и 112 соответственно. Когда рассматривались предковые OG, встречающиеся в любых двух кладах трипаносоматид, Paratrypanosoma и стеркорарийные трипаносомы наследуют гораздо большее количество OG (235), в то время как другие пересечения содержали 54 OG или меньше (Рис. 3). Большинство генов Paratrypanosoma с этими филетическими паттернами были гипотетическими белками или не имели специфической аннотации (наборы данных S5 и S6), однако мы наблюдали (–), некоторые гены катаболизма триптофана и гистидина и биосинтеза аргинина уникальны для Paratrypanosoma и / ororpanosoma . стеркорарийные трипаносомы и были потеряны в других трипаносоматидах, и ( ii ) белки семейства дисперсных генов 1 (DGF1) (21) уникальны для Paratrypanosoma и стеркорейских трипаносом.Это примечательно, поскольку DGF являются пятым по величине семейством белков в T. cruzi . Это длинные мембранные белки неизвестной функции, хранящиеся во внутриклеточных везикулах, внеклеточные домены которых секретируются во время трансформации в амастиготу (21, 22). Белки DGF1 активируются в амастиготе T. cruzi по сравнению с трипомастиготом и эпимастиготом (21), тогда как в Paratrypanosoma они имеют тенденцию активироваться в гаптомонадах (набор данных S2).

Наконец, мы рассмотрели взаимосвязь филетических паттернов и функциональных категорий для групп OG. Используя односторонний дисперсионный анализ с использованием честного критерия значимости Тьюки, мы увидели, что дифференциальная экспрессия генов на стадиях гаптомонад и промастигот зависит от филетических паттернов соответствующих OG (значение P = 1,22 × 10 ^-7 ; набор данных S7). Гены предков, унаследованные только стеркорарическими трипаносомами и Paratrypanosoma , имели тенденцию к активации у гаптомонад: 84 гена в этой группе имели значительные изменения в их экспрессии, из которых 55 были активированы в гаптомонадах и 29 — в промастиготах (набор данных S2).Стадийно-специфическая экспрессия этой группы значительно отличалась от универсально консервативных генов, генов, общих для Paratrypanosoma и обеих кладок Trypanosoma (но не бодонид), и генов, специфичных для Paratrypanosoma (значения P скорректированы для множественного тестирования. = 0,012, 0,006 и 8 × 10 ⁻⁷ соответственно). Гены в двух последних группах, как правило, активируются у промастигот. В целом, предковые гены обычно конститутивно экспрессируются в Paratrypanosoma или активируются в гаптомонадах, тогда как специфичные для трипаносоматиды гены имеют тенденцию активироваться в промастиготе (набор данных S7).Это предполагает, что стадия гаптомонад могла быть наследственной характеристикой трипаносоматид.

Резкое морфологическое изменение между промастиготами и гаптомонадами — это образование адгезивной подушки из выпуклости в основании жгутика промастигота. Поскольку это может включать реструктуризацию парафлагеллярного стержня (PFR), FAZ и аксонемы жгутика, мы проанализировали сохранение в кинетопластидах белков, которые, как известно, формируют эти структуры (Fig. S2). Белки FAZ представляют особый интерес, поскольку они выполняют адаптируемые функции в клеточном морфогенезе.Впервые они были идентифицированы в расширенной ФАЗ Trypanosoma , но также являются компонентами шейки жгутикового кармана у промастигот Leishmania (11).

Рис. S2.

Сохранение белков цитоскелета у трипаносоматид. Матрица, суммирующая наличие одного (пустой кружок), нескольких (закрашенный кружок) или отсутствия (пробел) ортологов семейства генов для ( A ) FAZ, ( B ) аксонемы и ( C ) PFR гены.

Используя ПЭМ и электронную томографию, мы проанализировали структуру кармана и основания жгутика, чтобы определить ультраструктурные особенности, ответственные за морфологическую адаптацию гаптомонад.ПЭМ выявила обширное прикрепление выпуклости к телу клетки с помощью десмосомоподобных структур у промастигот и гаптомонад, сравнимых с шейкой жгутикового кармана Leishmania , хотя и покрывающей большую площадь (Рис. S3 A и B ). Это указывает на то, что белки, участвующие в прикреплении выступающих клеток, являются белками FAZ, и RNA-seq показал, что мРНК FAZ присутствуют как в промастиготах, так и в гаптомонадах. Прикрепление является особенно сложным в области дистального кармана, вероятно, опосредованным FAZ10, и это прикрепление было разработано у гаптомонад (рис.S3 B ). Иммунофлуоресценция с использованием антитела Dot1 против T. brucei FAZ выявила структуру в промастиготах вблизи ожидаемой локализации FAZ10, которая также показала развитие у гаптомонад (рис. S3 C ). Геном Paratrypanosoma кодирует ортологи почти всех белков FAZ (рис. S2 A ), тогда как Bodo и Neobodo имеют около половины ортологов. Таким образом, трипаносоматиды, по-видимому, имеют диверсифицированные белки FAZ.Учитывая, что предковая трипаносоматида, вероятно, была свободноподобной, мы предполагаем, что белки FAZ первоначально эволюционировали для генерации морфотипа гаптомонад. Расширенная ФАЗ соседней формы Trypanosoma позже возникла в этой линии. Некоторые белки FAZ часто теряются среди либерформ (FAZ4, FAZ13), а некоторые OG (FLA, FLABP, FAZ11) обнаруживают дупликацию среди юкстаформ. Дополнительные кандидаты для формирования расширенной FAZ могут быть идентифицированы среди OG, полученных в узле Trypanosoma (наборы данных S5 и S8).

Рис. S3.

У гаптомонад утолщение жгутика развито для прикрепления к поверхности. ( A ) Деталь прикрепления жгутика / выпуклости к телу клетки в промастиготе. ( B ) Деталь прикрепления жгутика / выпуклости с телом клетки гаптомонады. ( C ) Иммунофлуоресценция с использованием Dot1, антитела T. brucei против FAZ промастигот и гаптомонад. Dot1 маркирует дистальное кольцо или подковообразную структуру в промастиготах, подобно локализации FAZ10 в Leishmania .Локализация проработана у гаптомонад. Десмосомоподобные прикрепления, подобные T. brucei и Leishmania FAZ, показаны стрелками. [Масштабные линейки, ( A ) 1 мкм, детализация 250 нм; ( B ) 1 мкм, деталь 250 нм; ( C ) 2 мкм.] K, кинетопласт; N, ядро.

SEM промастигот выявил углубление, подобное цитостому, рядом с передним отделом клетки (рис. 1 A и рис. S4 A ). ПЭМ структуры кармана (рис. S4 B ) и трехмерная реконструкция организации кармана с помощью электронной томографии показали, что в целом карман был типичным для промастигот, в том числе у Leishmania , с простым впячиванием, окруженным сложными электронно-плотными слоями. участки и наборы микротрубочек (рис.4). Было два набора специализированных микротрубочек: квартет, подобный квартету FAZ из T. brucei и Leishmania (23), и набор сильно декорированных микротрубочек, связанных с цитостомом. Они проходили от шейки кармана вокруг предротового гребня, обратно к впадине на клеточной поверхности, из которой микротрубочки выходили в цитоплазму (рис. 4 и рис. S4 A ). Эта структура сопоставима с цитостомом / цитофаринксом T. cruzi (11). Это указывает на то, что Leishmania -подобная шейка жгутикового кармана / структура FAZ и квартет микротрубочек были предками и позже расширились до длинной Trypanosoma FAZ.Это также указывает на то, что цитостом присутствовал у предковой трипаносоматиды; был утерян в Leishmania , многих моноксенных трипаносоматидах и слюнных трипаносомных линиях; но сохраняются в стеркорарийных трипаносомах, некоторых моноксенных паразитах (включая Crithidia fasciculata ) и B. saltans (24). Никакие приросты или потери FAZ OG не предполагали их функции в формировании цитостома.

Рис. 4.

Paratrypanosoma имеет цитостом, подобный T. cruzi , и карманную архитектуру, подобную Leishmania.3D-модель кармана / цитостома Paratrypanosoma , собранная из электронной томограммы, с указанием примерного положения томографического объема внутри клетки промастигота. Виртуальные срезы преорального гребня ( 1 ), цитостома ( 2 ), микротрубочек цитостома, выходящих из кармана ( 3 ) и связанного с FAZ квартета микротрубочек ( 4 ), PFR ( 5 ). ) и аксонемы рядом с PFR ( 6 ).Квазикристаллическая структура PFR ( 5 ) присутствовала только непосредственно рядом с аксонемой ( 6 ) в выпуклости промастиготы. (Масштабные полосы, 100 нм.)

Рис. S4.

Paratrypanosoma имеет цитостом, аналогичный T. cruzi , и карманную архитектуру, аналогичную Leishmania . ( A ) СЭМ промастигота показывает углубление, подобное расширенному преоральному гребню T. cruzi , простирающемуся от кармана жгутика до цитостома.( B ) Изображение кармана / цитостома Paratrypanosoma на основе ПЭМ жгутикового кармана. Набор сильно декорированных микротрубочек проходит изнутри кармана (15) вокруг конца шейки кармана жгутика (8) к клеточной пленке и обратно к цитостому. [Масштабные линейки, ( A ) 5 мкм, детализация увеличена в 3,3 раза, ( B , 1 , 2 и 4 ) 250 нм, и ( B и 3 ) 500 нм.]

Paratrypanosoma promastigote flagellum имеет каноническую аксонему 9 + 2 и, исходя из последовательности генома, канонический молекулярный состав (рис.S2). И у гаптомонад, и у амастигот жгутики сильно укорочены. У Leishmania укорочение жгутика во время перехода к амастиготе связано с потерей центральной пары, дистальных моторных белков и радиальных спиц, давая переход от 9 + 0 к коллапсу 9v (вариабельная) аксонема (6). Мы использовали ПЭМ, чтобы проверить, произошла ли аналогичная реструктуризация аксонемы у Paratrypanosoma (рис. 5). Продольные срезы через промастигот, гаптомонад и основание жгутика амастиготы показали базальную пластинку и центральную пару, в то время как продольные срезы и ротационное усреднение по Маркхему показали наличие центральной пары, радиальных спиц, а также внутреннего и внешнего динеиновых плеч на всех трех стадиях (рис. .S5). Данные РНК-seq подтвердили этот результат, при этом центральная пара, радиальные спицы и легкие и промежуточные цепи динеинового плеча существенно не регулируются между промастиготами и гаптомонадами (набор данных S9). По существу, все компоненты аксонемы были законсервированы у всех проанализированных видов (за исключением Perkinsela , который потерял свой жгутик), что не дает предполагаемых маркеров для образования аксонемы 9v.

Рис. 5.

Реструктуризация жгутика Paratrypanosoma между промастиготами, гаптомонадами и амастиготами.( A — C ) ПЭМ, показывающий морфологию жгутика в промастиготе ( A ), гаптомонаде ( B ) и амастиготе ( C ). Подушечка прикрепления у гаптомонад продолжается с жгутиком. ( D ) Иммунофлуоресценция промастигот и гаптомонад с использованием антитела против PFR. У гаптомонад PFR снижен или отсутствует. [Масштабные линейки, 1 мкм ( A и C ), 250 нм ( B ) и 2 мкм ( D ).] K, кинетопласт; N, ядро.

Рис. S5.

Реструктуризация жгутика Paratrypanosoma между промастиготами, гаптомонадами и амастиготами. Показана ПЭМ продольных сечений через карман жгутика и поперечных срезов выступающей части жгутика в промастиготе, гаптомонаде и амастиготе. Девятикратное усреднение по Маркхэму структуры аксонемы показывает наличие внутренних и внешних динеиновых плеч и радиальных спиц в амастиготе, промастиготе и гаптомонаде.Белыми стрелками обозначена базальная пластинка. (Масштабная шкала, 500 нм и детали жгутиков 200 нм.)

PFR обычно присутствует в жгутиках трипаносоматид, но обычно теряется в амастиготах. Поэтому мы спросили, присутствует ли PFR на разных стадиях развития и реструктурируется ли он с образованием адгезивной подушки гаптомонад. ПЭМ показала, что PFR присутствует в промастиготах, но был укорочен или отсутствовал у гаптомонад и амастигот (рис. 5 A — C ). Иммунофлуоресценция с использованием антитела, распознающего PFR2, главный компонент PFR, показала аналогичную PFR в промастиготах Trypanosoma и Leishmania и неравномерную потерю PFR у гаптомонад (рис.5 D ). Характерная квазикристаллическая структура PFR была видна только непосредственно рядом с аксонемой в выпуклости промастигот и бляшке прикрепления гаптомонад (Рис. 4), подтверждая, что развитие жгутика не связано с расширением PFR. RNA-seq также показал сходные уровни мРНК PFR между промастиготами и гаптомонадами (набор данных S9). Сравнительная геномика показала, что Bodo и Paratrypanosoma обладают почти всеми известными компонентами PFR, что указывает на большую сохранность PFR, чем FAZ.

Взаимопревращение промастигот в гаптомонады модулировалось питательной средой, что указывает на связь между морфологической адаптацией и метаболизмом. Мы проанализировали, какие метаболические пути, вероятно, активны у Paratrypanosoma , а какие были потеряны на ранних этапах эволюции трипаносоматид (набор данных S10). По сравнению с B. saltans , Paratrypanosoma потеряла много протеаз, пептидаз, катепсинов и ферментов для гидролиза сложных сахаров. Это предполагает потерю ферментов для переваривания сложных источников энергии на ранней стадии развития паразитизма.За исключением ксантин-гуанинфосфорибозилтрансферазы, Paratrypanosoma кодирует все компоненты пути спасения пуринов, который, таким образом, вероятно, работает (набор данных S10). Однако в нем отсутствуют аргиназы, необходимые для цикла мочевины, и отсутствуют орнитин-аминотрансферазы и ксантиндегидрогеназы, что может указывать на невозможность цикла мочевины и окислительного метаболизма пуринов (набор данных S10). Что касается липидного обмена, то он обладает метилмалониловым путем, который превращает пропионил-КоА, продукт окисления жирных кислот с нечетной цепью, в сукцинил-КоА.Этот путь был потерян в трипаносомах слюны и Phytomonas (набор данных S10). Paratrypanosoma содержит все ферменты, необходимые для биосинтеза эфир-липидов, за исключением 1-ацил-sn-глицерин-3-фосфатацилтрансферазы, что может указывать на неспособность провести вторую ацилтрансферазную реакцию образования фосфатидной кислоты. Он также кодирует путь, необходимый для образования фосфонолипидов, осуществляемый фосфоенолпируватмутазой, ранее идентифицированный только у B. salans и T.cruzi . Однако цитратлиаза и синтаза АТФ отсутствуют во всех трипаносоматидах, включая Paratrypanosoma , что означает, что они не могут превращать митохондриальный ацетил-КоА в цитрат. Только Paratrypanosoma и Leishmaniinae способны превращать и впоследствии окислять метионин в сукцинил-КоА. Наконец, путь деградации триптофана присутствует у N. gruberi , T. borreli , B. saltans , а также Paratrypanosoma , но утерян у всех других трипаносоматид (набор данных S10).

Обсуждение

Мы продемонстрировали, что Paratrypanosoma , трипаносоматида с наибольшим базальным ветвлением, полученная из свободноживущих бодонид (2), принимает три различных морфотипа, характерных для трипаносоматид. В жидкой культуральной среде он чередует морфологии подвижных промастигот и поверхностно-прикрепленных гаптомонад, причем обе они способны к делению. Перенос на чашку с агаром запускает трансформацию в другой особый морфотип: амастиготу. Поскольку эти морфотипы распространены среди моно- и диксенных трипаносоматид, это указывает на то, что предковые трипаносоматиды, вероятно, обладали морфологической гибкостью, выгодной при столкновении с резко отличающимися условиями во время эволюции паразитизма беспозвоночных и позвоночных-хозяев.Следовательно, признак обширной межстадийной морфологической трансформации Leishmania и Trypanosoma у их млекопитающих и насекомых-хозяев, вероятно, существовал в их моноксенном предшественнике; широкий спектр морфотипов трипаносоматид (10) возник не в контексте диксенного паразитизма, а предшествовал образу жизни с двумя хозяевами (25).

Способность прочно, но временно прикрепляться к субстрату с помощью жгутика, по-видимому, предотвращая их выход из организма хозяина, обычна для трипаносоматид.Бодониды также могут прикрепляться к поверхности (24). Эта особенность могла предрасполагать трипаносоматиды к их первоначальному облучению у насекомых (1), что требовало фиксации к кишечнику хозяина. Прикрепление, связанное с обширным ремоделированием жгутика, как и у других трипаносоматид (22), по-видимому, является центральным признаком жизненного цикла Paratrypanosoma . Прикрепление и укорочение жгутика могло происходить без события деления, в то время как мы наблюдали только рост и отслоение жгутика после деления гаптомонады.Это имеет сходство как с Leishmania , в котором укорочение жгутика может происходить без деления, так и с T. brucei , в котором деление для образования непохожих дочерей используется для перехода между стадиями жизненного цикла. Ремоделирование жгутика у гаптомонад включает расширение прикрепления жгутика / клетки в области дистального кармана, что указывает на то, что белки FAZ могут вносить вклад в прикрепление к поверхности.

Прибыли и убытки

OG указывают на то, что Paratrypanosoma значительно отличается от общего предка трипаносоматид (рис.S6), однако он сохранил больше предковых OG, чем любые трипаносоматидные клоны, за исключением стеркорарийских трипаносом (Fig. 3). Недавнее сравнение геномов B. saltans и трипаносоматид показало, что метаболические потери сопровождают появление обязательного паразитизма (3) с небольшой дальнейшей потерей генов или упрощением генома, происходящим позже (4, 25). Действительно, наш анализ выявил массовую потерю протеаз, пептидаз и катепсинов, участвующих в расщеплении полипептидов. Paratrypanosoma и другие трипаносоматиды также утратили опосредованный рецепторами эндоцитоз макромолекул, биосинтез кобаламина, лизосомальную про-X экзопептидазу и переносчик аммония, заставляя трипаносоматиды добывать азот из других источников. Paratrypanosoma приобрела или расширила несколько семейств генов, которые не присутствовали в его свободноживущем предшественнике, включая трансмембранные переносчики, подходящие для поглощения аминокислот и других метаболитов от хозяина (3, 4, 18).Интересным расширением семейства генов, которое, вероятно, произошло на ранней стадии эволюции трипаносоматид, являются гены DGF1, присутствующие только в Paratrypanosoma и стеркорейских трипаносомах. Эти обильные секретируемые белки могут играть роль во взаимодействиях паразит-хозяин (21, 22).

Рис. S6.

Прибыли / убытки семейства генов, отображенные на кладограмме с использованием экономичности Долло. Семейства приобретенных и потерянных генов (GOs) отображены на кладограмме, топология которой была получена из мультипротеинового филогенетического анализа.Полученные семейства генов отмечены синим цветом, а потерянные семейства генов — красным.

Ультраструктура Paratrypanosoma включает Leishmania -подобную FAZ, включая квартет микротрубочек и T. cruzi -подобный цитостом. Это подтверждает гипотезу о том, что расширенная FAZ однажды эволюционировала в линии Trypanosoma , и указывает на то, что цитостом был наследственным элементом, сохранившимся у T. cruzi , но утраченным у T. brucei , Leishmania , Phytomonas , и несколько моноксенных ветвей (рис.6). Это означает, что произошла оптимизация ультраструктуры, аналогичная оптимизации генома, с заметным исключением инноваций, направленных на создание расширенной FAZ в трипаносоме .

Рис. 6.

Эволюция комплекса жгутиковый карман / цитостом инфекционных трипаносоматид человека. Мультфильм суммирует вероятную потерю цитостома и расширение квартета микротрубочек и FAZ с образованием Leishmania , T. brucei и T.cruzi : морфология кармана / цитостома от предковой морфологии Paratrypanosoma .

Различия в транскриптоме Paratrypanosoma промастигот и гаптомонад, сосуществующих в культуре, сопоставимы по величине с различиями между L. mexicana амастигот (млекопитающее-хозяин) и промастиготами (москиты-переносчики) (18, 23). Наш анализ морфологии, которую Paratrypanosoma может получить в культуре, ее генома и профиля транскрипции, а также ультраструктуры комплекса жгутикового кармана / цитостома выявил особенности, вероятно присутствующие у предков трех линий трипаносоматид, инфицированных человеком (рис.6). Будущие исследования этого очень интересного протиста будут особенно информативными в отношении того, как трипаносоматидные паразиты произошли от свободноживущих бодонид.

Материалы и методы

Промастиготы и гаптомонады культивировали при 27 ° C в смеси 1: 1 RPMI 1640 и M199, pH 7,0, с 10% (об. / Об.) FCS, 2% стерильной человеческой мочой, 10 мкг / мл гемина и пенициллин-стрептомицин, и взаимопревращение анализировали с помощью покадровой микроскопии в культуре. Амастиготы получали культивированием на чашках с агарозой.Для SEM выращивали гаптомонады и фиксировали на покровных стеклах. Для ПЭМ их выращивали в культуральных колбах, обрабатывали пропиленоксидом для растворения субстрата, а затем готовили замораживанием под высоким давлением. Подробные методы культивирования и ЭМ, сборки и аннотации генома, анализа транскриптомов и методов генного семейства / онтологии доступны в SI Materials and Methods .

SI Материалы и методы

Paratrypanosoma Культивирование и подготовка образцов для электронной микроскопии.

Аксеническую культуру поддерживали при 27 ° C в смеси культуральных сред RPMI 1640 и M199 (1: 1) при pH 7,0 с добавлением 10% (об. / Об.) FCS, 2% стерильной человеческой мочи, 10 мкг / мл гемина и пенициллин-стрептомицин. Амастиготы получали путем культивирования на чашках с полутвердой агарозой. Автоклавированную 3% [вес / объем] агарозу охлаждали до 65 ° C и разводили в 10 раз в предварительно нагретой культуральной среде. Полученный 0,3% раствор агарозы выливали в чашки Петри (85 × 15 мм), сушили в течение 1 ч в вытяжном шкафу с ламинарным потоком и инокулировали 4 × 10 ⁵ или 2 × 10 ⁶ ресуспендированных клеток лог-фазы.Световую и электронную микроскопию (ЭМ) проводили, как описано ранее (2). Для сканирования ЭМ гаптомонады выращивали и фиксировали непосредственно на покровных стеклах, в то время как для ЭМ пропускания замораживания при высоком давлении (2) их готовили с использованием пропиленоксидной обработки для растворения пластиковой подложки, как описано в другом месте (15). Электронную томографию выполняли, как описано ранее (8).

Покадровая видеосъемка.

Взаимопревращение промастигот / гаптомонад анализировали с помощью автоматической покадровой видеомикроскопии.Лог-фаза (1 × 10 ⁶ клеток на мл) культуры промастигот переносили в µ-чашку диаметром 35 мм со стеклянным дном (iBidi) и записывали в течение 24 ч при 20 ° C в камере с контролируемой температурой.

Экспериментальное заражение комаров и мышей.

Были протестированы два разных способа заражения комаров, выращиваемых в лаборатории ( C. quinquefasciatus ). Комаров голодали в течение 24 часов, а затем кормили в течение 2 часов на ватных шариках, предварительно пропитанных 10% раствором сахара с Paratrypanosoma , который, как было показано, выживает в этом растворе до 2 дней.Два независимых эксперимента с 50 комарами в каждом были выполнены с 10 ⁶ и 10 ⁷ клетками позднего логарифма. Сорок самок комаров были инфицированы также путем кормления через мембрану из кожи цыпленка суспензией паразитов, смешанной в соотношении 1:10 с инактивированной нагреванием кровью кролика (конечная концентрация составляла 10 ⁷ клеток позднего логарифма на мл). Наседших комаров отделяли и содержали в соответствующих условиях (23 ° C, влажность 80%, 12 часов в день / свет). Наличие Paratrypanosoma в кишечнике комара проверяли на 1, 2, 3, 4, 6 и 14 дни после инфицирования путем вскрытия 4–10 образцов в каждый момент времени.Четырем лабораторным мышам BALB / c вводили внутрибрюшинно и подкожно. инъецировали 10 ⁷ клеток поздней логарифмической стадии. Течение инфекции регистрировали еженедельно в течение 1 мес (у мышей брали кровь из хвоста).

Пищеварение аттачментов.

Для оценки устойчивости прикрепляющихся бляшек к пищеварительным ферментам культуру гаптомонад инкубировали с различными ферментами в течение 3 часов при регулярном интенсивном встряхивании (набор данных S1) и подсчитывали отслоившиеся клетки. Для иммунофлуоресценции 1 × 10 ^{7 осажденных клеток} фиксировали в течение 10 мин 4% (масс. / Об.) Параформальдегидом в фосфатно-буферном растворе (PBS), промывали PBS, позволяли осесть на поли- L -лизине. — предметное стекло, покрытое оболочкой, выдерживали в течение 1 часа в блокирующем буфере, содержащем 5% [вес / объем] обезжиренного сухого молока в PBS, и в течение 2 часов инкубировали с одним из следующих первичных антител: анти-PFR2 (24) или анти-DOT1.После их удаления клетки инкубировали в течение 1 ч в блокирующем буфере с вторичным антителом, конъюгированным с Alexa Fluor 488, промывали PBS, помещали в DAPI-содержащий алмазный антифадентный реагент ProLong и наблюдали.

Сборка и аннотация генома и транскриптома.

Сборка генома была произведена с помощью GS De Novo Assembler (Newbler) v2.9 с использованием считываний, полученных на платформе Illumina MiSeq, объединяющих 3,4 миллиона считываний из библиотеки парных концов (размер вставки 0,4 кб; средняя длина чтения после обрезки 241 нуклеотид). ; 29 × покрытие) и 4 миллиона считываний из библиотеки матовых пар (размер вставки, 1-8 кб; средняя длина чтения после обрезки, 255 нт; 34 × покрытие).Тотальную РНК и фракции, обогащенные поли (A), использовали для приготовления библиотек парных концов MiSeq (размер вставки, 0,28 т.п.н., длина считывания, 150 нуклеотидов) для секвенирования транскриптома с помощью системы Illumina MiSeq, в результате чего было получено 34 и 37 млн. качество читает соответственно. Все данные секвенирования были депонированы в TriTrypDB (tritrypdb.org/tritrypdb/). Транскриптомные чтения были сопоставлены со сборкой генома с использованием Bowtie2 v. 2.2.5 с опциями «-end-to-end» и «-very-sensitive». Август v2.5.5 использовался для аннотации, и его точность была улучшена за счет переобучения с набором из 100 высококонсервативных генных моделей.Аннотацию дополнительно вручную улучшили следующим образом: транскрибированные ORF длиной более 100 аминокислот, не предсказанные Августом, были добавлены к аннотации, а модели генов со стартовыми сайтами, предсказанными в областях без транскрипции, были скорректированы на основе данных RNA-seq. Впоследствии программы Blast2GO использовались для получения функциональных аннотаций генов. Для анализа дифференциальной экспрессии генов были созданы три независимых реплики транскриптомных библиотек Illumina HiSeq как от сидячих мастигот, так и от промастигот.Анализ дифференциальной экспрессии генов шести библиотек с ~ 50 миллионами считываний в каждой (размер вставки 280 п.н .; длина считывания 101 нуклеотид) выполняли с использованием процедуры, описанной в другом месте (19).

Семейство генов, онтология генов и анализ дифференциальной экспрессии.

ОГ были выведены с использованием программного обеспечения Orthofinder v.0.61 (21). Аннотированные белки 29 видов кинетопластид и внешней гетеролобозной группы (набор данных S2), загруженные из TriTrypDB v.31, Проект по секвенированию транскриптома морских микробов эукариот (marinemicroeukaryotes.org /) и Welcome Trust Sanger Institute (www.sanger.ac.uk/resources/downloads/protozoa/) были объединены с недавно аннотированными белками Paratrypanosoma и Blechomonas ayalai. Программа Count была впоследствии использована для картирования прироста / потери семейства генов (алгоритм экономии Долло) на кладограмму референсных видов, основанную на мультигенном филогенетическом дереве. Каждый белок из набора 98 уникальных белков, присутствующих у всех видов, был отдельно выровнен с использованием mafft, а информативные позиции с последовательным объединением были выполнены с использованием Gblocks.Мультибелковое дерево было построено с использованием RAxML v. 8.2.1 (LG + Γ-модель) с 1000 бутстрапов и Phylobayes v. 4.1c (GTR + Γ + CAT-модель) с восемью независимыми цепочками в течение 10 000 циклов.

Аннотации генной онтологии (GO) Paratrypanosoma семейств генов, полученных или потерянных на выбранных узлах, были выполнены с использованием программного обеспечения Blast2GO со следующими настройками: BLASTP (10 ⁻¹⁰ E-value cutoff) был запущен с использованием службы Blast2GO CloudBlast, сохранение 20 лучших совпадений и фильтрация областей с низкой сложностью.Сопоставление терминов GO с попаданиями Blast сопровождалось выбором наиболее конкретных терминов GO (использовалось ограничение аннотации, равное 55). Результирующие аннотации были визуализированы путем создания графиков GO и многоуровневых круговых диаграмм для каждой категории терминов GO (клеточный компонент, биологический процесс и молекулярная функция). Анализ дифференциальной экспрессии с использованием транскриптомных данных как для промастигот, так и для гаптомонад был проведен в CLC Genomic Workbench v8, и только для генов с кратностью изменения экспрессии ≥ 2 и скорректированным с помощью FDR значением P ≤ 0.05 были проанализированы далее. Обогащение по GO-члену также было проанализировано для генов, кодирующих белок, со значительной избыточной / недостаточной экспрессией у гаптомонад по сравнению с промастиготами, по сравнению со всеми генами, кодирующими белок, с использованием точного критерия Фишера со скорректированным FDR значением P , пороговым значением 0,05.

Благодарности

Мы благодарим Милену Свободову (Карлов университет) за предоставленный исследуемый штамм; Деррик Робинсон (Университет Бордо) и Кейт Галл (Оксфордский университет) за предоставление антител; Павла Хроузека (Институт микробиологии, Тршебонь) за помощь с покадровой видеосъемкой; Анжелике Бутенко (Университет Остравы) за помощь в области биоинформатики; и Томашу Билы (Биологический центр) за помощь с микроскопией.R.J.W. поддерживается докторской стипендией Wellcome Trust сэра Генри Веллкома (103261 / Z / 13 / Z). Благодарим за поддержку Чешского грантового агентства (14-23986S для J.L. и 17-10656S для V.Y. и J.V.), а также за грант в области биоимиджинга LM2015062 и ERC CZ (LL1601) (для J.L.).

Сноски

• Автор: F.J.A. и J.L. разработали исследование; Т.С., E.D., M.T., D.J., J.V. и V.Y. проведенное исследование; T.S., R.J.W., P.F. и J.L. проанализировали данные; и Т.С., Р.Документ написали J.W., P.F., F.J.A. и J.L.

• Рецензенты: M.C., Кембриджский университет; и P.A.M., Эдинбургский университет.

• Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

• Эта статья содержит вспомогательную информацию на сайте www.pnas.org/lookup/suppl/doi:10.1073/pnas.1712311114/-/DCSupplemental.

Сотрудничество двух противоположных жгутиков позволяет быстро плавать и активно вращаться в зооспорах

Реферат

Phytophthora видов вызывают болезни у большого разнообразия растений и представляют серьезную угрозу для сельского хозяйства, ежегодно приводящую к многомиллиардной долларовые убытки.Заражение происходит, когда эти раздвоенные зооспоры перемещаются по почве с характерной высокой скоростью и достигают корней растения-хозяина. Несмотря на важность распространения зооспор в эпидемиях болезней растений, неизвестно, как эти зооспоры плавают и управляют двумя противоположными жгутиками. Здесь, комбинируя эксперименты и моделирование, мы показываем, как эти два жгутика вносят вклад в создание толчка при биении вместе, и идентифицируем прикрепленный к мастигонемам передний жгутик как основной источник толчка.Более того, мы обнаружили, что управление включает в себя сложный активный процесс, при котором задний жгутик останавливается, в то время как передний жгутик продолжает биться, поскольку зооспора переориентирует свое тело. Наше исследование является фундаментальным шагом на пути к лучшему пониманию распространения подвижных форм растительных патогенов и показывает, что паттерн подвижности этих раздвоенных зооспор представляет собой отдельную эукариотическую версию знаменитого класса подвижности «бегать и падать», демонстрируемого перитрихозом. бактерии.

Жизнь плавающих микроорганизмов в мире с преобладанием вязкости представляет большой интерес для биофизических исследований. Проблемы, связанные с передвижением микроорганизмов этих крошечных особей жгутиковых пловцов, еще далеки от полного понимания. Существует множество теоретических и экспериментальных моделей микропловцов, изучающих гидродинамику индивидуальных и коллективных движений этих клеток [1, 2]. Эти плавающие клетки можно разделить на две группы: эукариоты (имеющие ядра) и прокариоты (без ядер). Escherichia coli — один из наиболее изученных прокариотических пловцов, обладающий пассивным спиральным жгутиком, управляемым вращательным двигателем, прикрепленным к телу клетки [3]. Эукариотические микропловцы, такие как зеленые водоросли , Chlamydomonas [4, 5] и сперматозоиды [6, 7], имеют активные и гибкие жгутики, по которым распределены молекулярные моторы. Здесь мы представляем новый тип микроплавцов, названный зооспорами Phytophthora , у которых есть два разных жгутика, взаимодействующие друг с другом для создания уникальных механизмов плавания и поворота (, рис. 1, (а)).

РИС. 1.

Характеристика зооспор P. parasitica . (а) Плавание зооспор в сравнении с различными прокариотическими и эукариотическими микроплавателями. Красные стрелки указывают характер биения жгутиков, черные стрелки указывают скорость плавания и направление пловцов. (б) СЭМ-изображения зооспоры. На вставках — увеличенные изображения тела клетки и двух жгутиков. (c) ПЭМ-изображения с негативным окрашиванием. (1) Изображение зооспоры, показывающее различные структуры двух жгутиков.Передняя часть имеет разные мастигонемы разного размера, а задняя имеет гладкую прямую структуру. (2) Закройте увеличенное изображение переднего жгутика. Замечено, что на этом жгутике есть два типа мастигонем: одна с прямой трубчатой ​​формой, другая с хлипкой формой, но более длинной и крупной по размеру. (3) Закройте увеличенное изображение заднего жгутика. Вдоль жгутика образуется множество тонких и коротких волосков, а рядом с телом клетки появляется несколько нетрубчатых мастигонем.(4) Нетрубчатые мастигонемы. (5) Трубчатые мастигонемы с крошечными волосками на конце.

Phytophthora — род эукариотических и нитчатых микроорганизмов. Они классифицируются как оомицеты и сгруппированы в царство Stramenopiles с водорослями-гетероконтами (такими как диатомовые и бурые водоросли) [8, 9]. Ряд из видов Phytophthora являются патогенами растений и наносят огромный ущерб агро- и экосистемам [10, 11]. В настоящее время болезней Phytophthora оказывают серьезное влияние на экономику, принося ущерб в миллиарды долларов каждый год, и остаются угрозой для продовольственной безопасности во всем мире [12–14].Болезни являются повсеместными, поскольку они выпускают плавающие раздвоенные споры, называемые «зооспорами», которые инициируют распространение через воду. Эти зооспоры способны накапливать скорость до 250 μ м / с ^-1 через тонкие водные пленки, капли воды на листьях или через поры влажной почвы. Чтобы облегчить распространение, их клеточные тела хранят определенное количество энергии (миколаминарин, липиды), позволяя им непрерывно плавать в течение нескольких часов [14]. Когда зооспоры достигают корней растений, они перестают плавать и теряют свои жгутики, образуя первичную клеточную стенку и превращаясь в зародышевые цисты, способные проникать в ткань хозяина.Затем они начинают рост гиф внутри зараженного растения. В этом исследовании мы исследуем теллурический вид P. parasitica , многоядный патоген, атакующий широкий круг хозяев, таких как табак, лук, томаты, декоративные растения, хлопок, перец, цитрусовые растения и лесные экосистемы [15].

Предыдущие исследования показали, что во время распространения и приближения к хозяину зооспоры могут иметь сложные модели плавания и поведение, поскольку они испытывают множественные взаимодействия с сигналами окружающей среды, как физическими, так и электрическими и химическими, в почве и на поверхности корня хозяина [16].Например, калий, который поглощается корнями в почве, снижает скорость плавания зооспор, вызывает немедленные изменения направления, а также приводит к вечным круговым траекториям [17, 18]. Bassani et al. предоставляют транскриптомные исследования, показывающие, что калий индуцирует агрегацию зооспор, что способствует преимуществам зооспор для атаки на корень хозяина [19]. Экспериментальные данные продемонстрировали, что взаимодействие зооспор-зооспор может приводить к «плаванию паттерна», микробная биоконвекция происходит без появления химических или электрических сигналов [20, 21].Эти данные побуждают к лучшему пониманию физики плавания отдельных зооспор и того, как комбинация их двух разнородных жгутиков приводит к такому сложному поведению при плавании.

Зооспора обычно имеет размер около 10 мкм и мкм и имеет тело клетки, похожее на почки [22, 23]. По крайней мере, две уникальные черты отличают зооспоры от других прокариотических и эукариотических микропловцов, которые в настоящее время изучаются с использованием физических подходов: (i) два жгутика бьются продольно вдоль передне-задней оси тела клетки, а не латерально, как в случае зеленых водорослей Chlamydomonas ; (ii) два жгутика, отличающиеся друг от друга, так как передний жгутик имеет структуру, похожую на мишуру, а задний — гладкую хлыстовую, оба периодически бьются с направлением распространения волн наружу от тела.На первый взгляд кажется, что эти два жгутика конкурируют друг с другом из-за противоположных направлений распространения волн. Фактически, они оба генерируют толчок в одном и том же направлении и продвигают тело клетки вперед благодаря реверсированию тяги, возникающему в результате множественных структур мастигонем на переднем жгутике [19, 24, 25]. У других микропловцов их жгутики часто синхронизированы для совместного плавания, когда они находятся на расстоянии нескольких микрон друг от друга [2, 26]. Например, C. reinhardtii выполняет плавание брассом, отводя два жгутика назад друг к другу [4] или E.coli , Жгутики бактерий B. subtilis образуют пучок и вращаются вместе, как штопор, чтобы продвигать тело клетки [3]. Вопрос о том, обладают ли зооспоры, как эукариотические пловцы, аналогичным кооперативным поведением своих жгутиков, представляет интерес. Ранее утверждалось, что жгутики зооспор независимы друг от друга и способны выполнять разные задачи. Carlile [27] описывает, что передний жгутик отвечает за протягивание зооспоры через воду, тогда как задний жгутик действует как руль для управления клеткой.Однако Morris et al. [28] наблюдают, как зооспор P. palmivora на мгновение останавливаются, а затем самоориентируют свое тело в новом направлении относительно заднего жгутика. Тем не менее, совместные действия двигателя и руля направления тщательно не наблюдались и не исследовались, что остается загадкой относительно того, как зооспоры меняют направление и реагируют на химическую и физическую среду. Эти впечатляющие знания побуждают нас раскрыть физику индивидуального плавания зооспор.

В этой статье мы сначала исследуем характеристики траекторий зооспор в глобальном масштабе, а затем сосредоточимся на механизмах плавания чешуи жгутиков. Мы наблюдаем, что зооспоры могут совершать длинные и стабильные прямые пробежки, прерываемые активными поворотами. Мы получаем статистику траекторий и разрабатываем численную модель для изучения и экстраполяции характеристик распространения зооспор. Затем мы подробно изучаем гидродинамику жгутиков P. parasitica и приобретаем математическую модель для корреляции функций двух жгутиков при движении по прямой.Более того, мы открываем уникальный активный механизм поворота зооспор, включающий вращение тела с последующим поворотом в новом направлении. Наше исследование раскрывает механизм и характеристики распространения зооспор, что позволяет лучше понять понимание и борьбу с болезнями Phytophthora .

ХАРАКТЕРИСТИКИ

КЛЕТОЧНОГО ТЕЛА И ФЛАГЕЛЛЫ P. PARASITICA

Чтобы понять плавание, мы сначала посмотрим на структуру тела клетки и жгутика P.parasitica . Используя сканирующую электронную микроскопию (СЭМ), мы можем наблюдать форму тела клетки и места прикрепления жгутиков (рис. 1 (б)). Ячейка в целом имеет эллипсоидальную форму с заостренными головками и канавкой вдоль корпуса. Размер тела составляет 8,8 ± 0,4 мкм в длину м (ЮВ) и 4,7 ± 0,1 мкм (ЮВ) в ширину. Передний жгутик прикрепляется к телу клетки в узком отверстии на одной стороне бороздки, имеющем среднюю длину 15.5 ± 0,1 мкм м (SE). Задний жгутик имеет тот же диаметр, что и передний (0,3 мкм м), но он длиннее (20,3 ± 0,76 мкм м (SE)) и прикрепляется непосредственно к поверхности бороздки. Корни двух жгутиков удалены друг от друга на расстояние 2,9 ± 0,1 мкм м (ЮВ). Некоторые структуры мастигонемы наблюдались на переднем жгутике, но их было трудно различить только с помощью сканирующей ЭМ техники.

Наблюдая за зооспорами с помощью просвечивающей электронной микроскопии (ТЕМ) после отрицательного окрашивания, мы обнаруживаем множественные мастигонемы на обоих жгутиках (рис. 1 (c1-3)).На переднем жгутике различают 2 различных типа мастигонем: (1) прямая и трубчатая форма, высокая плотность (14-16 единиц на мкм м), диаметр 0,03 мкм м, длина 1,5 мкм м; (2) хрупкая и нетрубчатая форма, длиннее и больше по размеру (0,1 мкм в диаметре м, 1,8 мкм в длину м) и распределена случайным образом (рисунок 1 (c2)). Вместо этого задний жгутик имеет гладкую форму шипа с множеством очень тонких волосков на поверхности (рис. 1 (c3)). Эти волоски обвивают жгутик, увеличивая поверхность контакта, тем самым повышая эффективность движения [29].Мы также видим несколько хрупких мастигонем на заднем жгутике, но они появляются только около корня. Функция мастигонем типа 2 (рис. 1 (c4)) неизвестна, но их гибкость и случайное расположение предполагают, что они не могут способствовать возникновению сопротивления. Напротив, мастигонемы типа 1 (рис. 1 (c5)) представляют собой трехраздельные волоски, которые встречаются в большей части царства Stramenopiles. Известно, что они способны создавать повышенное сопротивление и обратную тягу для переднего жгутика [24, 30].

СТАТИСТИКА СПОСОБОВ ПЛАВАНИЯ

Мы исследуем характеристики плавания зооспор, анализируя их траектории и поведение в течение 60 секунд в воде.Чтобы облегчить это, мы проводим микроскопические анализы, при которых низкая концентрация отдельных зооспор выделяется в тонкую открытую пленку воды толщиной ~ 100 мкм мкм на предметном стекле. Плавание зооспор фиксируется со скоростью 60 кадров в секунду (интервал времени между двумя последовательными кадрами, Δ t ≈ 0,0167 с). Изображения обрабатываются Fiji [31] с использованием плагина Trackmate [32] для полуавтоматического отслеживания положения зооспор во время эксперимента (захваченные изображения показаны в Supp.Фильм 1). Рисунок 2 (а) иллюстрирует траектории зооспор, захваченных с помощью микроскопического анализа. Эти траектории указывают на то, что зооспоры могут совершать длинные прямые пробежки, а некоторые могут даже пересекать весь район обсерватории. Прямые участки разделяются множеством поворотов, когда зооспоры беспорядочно меняют направление. При такой стратегии плавания зооспоры можно отнести к категории активных частиц, способных бегать и падать [33]. Из данных о положении каждой зооспоры с течением времени мы достигаем ее характеристик движения, определяемых двумя параметрами: величиной скорости U и направлениями движения θ (рис. 2 (b) и (c)) после применения метода скользящего среднего с длина шага n = 12 для повышения точности направления движения и мгновенной скорости зооспоры.Исходя из значений U , мы можем разделить движение зооспор на 2 состояния: состояние работы во время прямых пробежек и состояние остановки при поворотных событиях. Во время работы U и θ изменяются примерно на постоянное значение. При поворотах U резко падает (иногда близко к 0), а затем быстро восстанавливается, θ также быстро меняет направление. U _th определяется как пороговая скорость, которая разделяет два состояния работы и поворота.С помощью U _th мы определяем два важных параметра плавания зооспор: (1) время бега τ _r как продолжительность, когда U ≥ U _th , решая, как долго зооспора способна путешествовать, не поворачиваясь; (2) время остановки τ _с как продолжительность, когда U ≤ U _th для зооспоры, чтобы выполнить поворот.

РИС. 2.

Траектории плавания зооспор P. parasitica .(а) Траектории плавания зооспор в воде, полученные с помощью микроскопического анализа в течение 60 с. Размер выборки N = 58. Примечание: показаны не все траектории. Каждая позиция зооспор фиксируется каждые Δ t = 0,0167 с. Траектории сглаживаются скользящей средней (длина шага n = 12). (b) Изменение скорости U и (c) направление движения θ с течением времени одной зооспоры, извлеченной из популяции в анализе. (d) Распределение скорости зооспор p ( U ).(e) Распределение полярности направления движения p ( θ ). (f) Кривые выживаемости p ( τ ≥ t ) времени работы τ _r и времени остановки τ _с . (g) Распределение угла поворота p (Δ θ ). (h) Схемы, показывающие стратегию имитационной модели зооспор, плавающих в воде. (i) Расчетное среднеквадратичное смещение (СКО) за интервалы времени т , построенное на основе данных моделирования.На вставке сравниваются экспериментальные данные и моделирование МСД на экспериментальной шкале времени 60 с. При моделировании на длительном временном интервале в 1 час MSD зооспор показывает диффузию броуновских частиц с коэффициентом диффузии D = 3,5 × 10 ^-4 см ² с ^-1 .

На рис. 2 (d) мы строим график распределения U для всех траекторий плавания зооспор в районе обсерватории для продолжительности 60 с (общее количество зооспор N = 60).Распределение скорости p ( U ) демонстрирует комбинацию двух различных нормальных распределений: с μ ₁ = 176,6, σ ₁ = 22,3 μ мс ⁻¹ и с μ ₂ = 110, σ ₂ = 53 μ мс ⁻¹ . Это бимодальное распределение U указывает на то, что скорость зооспор колеблется около двух значений скорости: U = μ ₁ и U = μ ₂ , что соответствует двум поведенческим состояниям бега и поворота.Распределение f ₁ связано с состоянием бега, в котором зооспоры испытывают стабильную скорость движения, а f ₂ представляет собой скорость при поворотах, когда зооспоры снижают свою скорость со стабильной скорости бега до 0, а затем быстро восстанавливаются. Мы получаем аппроксимирующую кривую для p ( U ), полученную в результате суммы двух подходов по Гауссу f ₁ + f ₂ , и выбираем скорость в точке перегиба аппроксимирующей кривой, где μ _с ≤ U ≤ μ _r в качестве порога скорости для разделения двух поведенческих состояний, U _th = 111.5 мкм м с ⁻¹ . U _th в точке перегиба определяет точку поворота для значительного изменения скорости от рабочего до поворотного состояния. Мы также наносим на график распределение полярности зооспор на рис. 2 (е) на основе направления движения θ и получаем равномерное распределение во всех направлениях. С определенным U _th , мы рассчитываем и строим графики распределения τ _r и τ _s в виде кривых выживаемости p ( τ ≥ t ) на рисунке 2. (е).Обе кривые выживаемости показывают сложное поведение зооспор во время бега и поворота. Статистику p ( τ _s ≥ t ) можно рассматривать как сумму двух экспоненциальных распадов со средним временем остановки. Кроме того, p ( τ _r ≥ t ) имеет форму двух экспоненциальных спадов со средним временем работы. Можно оценить, что зооспоры останавливаются и вращаются с частотой более 1 Гц ( p ( τ _r <1.0 с) = 0,82). Основываясь на направлении движения с течением времени, мы вычисляем среднюю скорость поворота зооспор при. В каждый момент остановки они выполняют угол поворота Δ θ = θ _i — θ _e , где θ _i и θ _e — направление движения прямо перед и после каждое поворотное событие соответственно. Распределение Δ θ показано на Фигуре 2 (g), демонстрируя одинаковое предпочтение направлений поворота (положительные значения угла указывают против часовой стрелки, а отрицательные — как направление по часовой стрелке).Также показано, что зооспоры преимущественно поворачиваются на угол 0 ° , что объясняет, почему они могут иметь длинные и прямые траектории.

Поскольку движение зооспор характеризуется последовательностью прямых пробежек и поворотов, как показано на Рисунке 2 (h), чтобы количественно оценить их крупномасштабные транспортные свойства, мы собираем все предыдущие измерения следующим образом. Каждый прямой пробег характеризуется скоростью U _r > U _th и продолжительностью τ _r , взятыми из распределений на Рисунке 2 (d) и Рисунке 2 (f), соответственно.После фазы запуска следует фаза простоя длительностью τ _с , изображенная на рисунке 2 (f). Направление движения фазы запуска r задается, т.е. параметризуется углом θ _r . Обратите внимание, что направление движения двух последовательных фаз прогона r, и ( r + 1) коррелировано. Кроме того, θ _{r +1} = θ _r + Δ θ , где Δ θ — случайный угол, полученный из распределения на рисунке 2 (g).Математически положение зооспоры x _м после м фаз определяется как x _м =, а его среднеквадратичное смещение составляет MSD ( м ) = ⟨( x _м — ⟨ x _м ⟩) ² ⟩, где ⟨…⟩ обозначает среднее значение по реализации процесса. Наше моделирование приводит к диффузионному поведению зооспор с MSD, пропорциональным t .Затем коэффициент диффузии получается из. При вычислении MSD и D мы предполагаем, что единственной случайной величиной, демонстрирующей корреляции, является θ _r , в то время как U _r , τ _r и τ _s . некоррелированный. Эта процедура позволяет нам получить надежную оценку D с D = 3,5 × 10 ⁻⁴ см ² с ⁻¹ , что по порядку величины соответствует коэффициенту диффузии . С.reinhardtii [4]. Подчеркнем, что прямые измерения D на основе экспериментальных данных МСД крайне ненадежны, учитывая относительно небольшое количество траекторий и их малую продолжительность, однако этих данных достаточно для получения надежных оценок распределений Δ θ , U _r , τ _r и τ _s , из которых, как объяснено выше, можно надежно оценить D . Подобные методы использования теоретической модели случайного блуждания для оценки макроскопических параметров из микроскопического эксперимента были ранее разработаны для C.reinhardtii [34, 35].

РОЛЬ СОТРУДНИЧЕСТВА ДВУХ ФЛАГЕЛЛ В ПЛАВАТЕЛЬНЫХ ДВИЖЕНИЯХ ЗООСПОР

Наше статистическое исследование траекторий плавания зооспор позволило получить характеристики их движения в крупном масштабе, включая бег по прямой и повороты. Эти движения контролируются двумя жгутиками, ориентированными в противоположных направлениях вдоль передне-задней оси тела клетки. В этом разделе мы подробно рассмотрим, как эти два жгутика взаимодействуют для создания скорости и выполнения поворота для зооспор путем проведения микроскопических анализов на небольшом масштабе длины, из которого видны жгутики, и в очень коротком временном масштабе.

Прямые проходы

Мы наблюдаем зооспоры во время их прямых проходов с видимыми жгутиками, проводя светлопольную микроскопию при 40-кратном объективе с высокоскоростной камерой, снимающей со скоростью 4000 кадров в секунду и временем экспозиции 200 μ с. На рис. 3 (а) мы показываем изображения зооспоры P. parasitica , плавающей путем биения двух жгутиков синусоидальной формы с распространением волн в противоположных направлениях. При поступлении тело клетки одновременно вращается вокруг направления движения, что приводит к спиральной траектории плавания (см. Supp.Фильм 3 о длинном заезде зооспоры, плавающей в воде). Было показано, что микропловцы с хиральной формой тела и асимметричным расположением жгутиков являются одной из причин, вызывающих это самовращательное движение [26, 36, 37]. Количественно оценивая шаг спиральных траекторий, мы достигаем скорости вращения тела ячейки приблизительно 3,5 π рад с ^-1 . Это вращение также подтверждает, что каждый жгутик зооспор бьется как гибкое весло в 2D-плоскости, потому что во время вращения мы наблюдаем в некоторых точках, что формы двух жгутиков сплющиваются в две прямые линии.Затем мы извлекаем параметры биения жгутиков, включая частоты биений f и длины волн λ , применяя кимографы на поперечных сечениях внутри двух жгутиков и перпендикулярно направлению движения зооспоры. Мы представляем более подробную информацию о восстановлении параметров с помощью кимографов в Приложении. Материалы. Наши данные показывают, что при плавании прямым бегом передний жгутик зооспор обычно бьет на f ₁ ≈ 70 Гц, а задний жгутик бьется быстрее на f ₁ ≈ 120 Гц.Мы ориентируемся на очень короткую длительность менее 50 мс, что эквивалентно трансляции менее 10 μ м. По сравнению с вращательным движением на шкале времени 1 с, мы можем пренебречь эффектом вращения тела клетки во время прямых прогонов.

РИС. 3.

Теоретическая модель плавательной особи P. parasitica zoospore. (а) Изображения отдельной зооспоры, плавающей с двумя жгутиками, бьющимися в форме синусоидальной волны, и ее клеточным телом, вращающимся при движении вперед.Комбинированное движение приводит к спиральной траектории плавания. (b) Теоретическая модель зооспоры, перемещающейся в 2D-плоскость, с использованием теории резистивной силы. (c) Зависимость поступательной скорости U _X от плотности трубчатых мастигонем ( N _m ) и (d) от частоты биений двух жгутиков ( f ₁ и f ). ₂ ). Диапазон N _м с символом ( * ) указывает значения, измеренные ТЕМ.

Мы продолжаем разработку математической модели для изучения того, как динамика биения жгутиков помогает генерировать толчок для движения клетки вперед. Мы предполагаем, что вращение тела клетки не влияет на форму и движения жгутиков, так как U _R << U _X . Таким образом, плавающую зооспору можно рассматривать как 2D-модель (рис. 3 (b)), в которой тело клетки представляет собой эллипс, определенный как x ² / a ² + y ² / b ² = 1 в его неподвижной рамке ( xOy ), с передним и задним жгутиком, имеющим формы синусоидальной волны, определяемые как как (−1) ^k x ≤ −c , где A _k — амплитуда, ω _k — угловая скорость, λ _k — длина волны переднего ( k = 1) и задний жгутик ( k = 2).Два жгутика прикреплены к телу клетки в двух точках, лежащих на оси x и удаленных от исходной точки o с зазором c , и биения волн имеют направления друг относительно друга. Передняя часть имеет длину L ₁ и диаметр d ₁ , а задняя — L ₂ и d ₂ . Кроме того, на поверхности переднего жгутика с плотностью N _м прикреплены множественные трубчатые мастигонмы длиной h и диаметром d _м .Обратите внимание, что мы игнорируем влияние хлипких мастигонем на накопление сопротивления из-за их нетрубчатой ​​и случайной структуры.

Зооспоры плавают в воде с очень низким числом Рейнольдса ( Re << 1), что приводит к незначительной инерции, преобладающей силе вязкости и кинетической обратимости [38, 39]. Микропловцы с гибкими жгутиками создают тягу от силы сопротивления, действующей на сегменты жгутика жидкостью. В нашей модели мы используем теорию силы сопротивления (RFT) для расчета силы сопротивления жидкости на двух жгутиках зооспоры.RFT оказался эффективным и точным методом прогнозирования движущей силы и скорости микропловцов независимо от взаимодействия жгутика-жгутика или жгутика-тела [40–43]. В случае зооспор, где два жгутика расположены в противоположных направлениях и взаимодействие жгутика с телом незначительно, подходящим решением является RFT. Следуя этому методу, каждый жгутик делится на бесконечные сегменты длиной d s _k , и каждый сегмент располагается в фиксированном на теле кадре ( xOy ) вектором положения, где — единичные векторы в x — и y — направление соответственно; x _k и y _k удовлетворяют уравнению формы (1) для переднего ( k = 1) и заднего ( k = 2).

RFT утверждает, что сила сопротивления жидкости, действующая на бесконечно малый сегмент жгутика d с , пропорциональна относительной скорости жидкости к сегменту жгутика [40, 44, 45] следующим образом где V _N и V _L — два компонента относительной скорости жидкости в нормальном и касательном направлении к сегменту жгутика, K _N и K _L — коэффициенты сопротивления жгутик перпендикулярно и касательно сегмента жгутика, и являются единичными векторами, нормальными и касательными к сегменту жгутика, соответственно.Коэффициенты сопротивления K _N и K _L оценены Бренненом и Винетом [46], которые зависят от вязкости жидкости, длины волны и диаметра жгутика.

Затем мы применяем RFT к каждому жгутику зооспоры, чтобы вычислить общую накопленную силу сопротивления. Для заднего жгутика каждый сегмент d s ₂ представляет собой простую гладкую и тонкую нить (см. Вставку d s ₂ на рис. 3 (b)) с коэффициентами сопротивления K _N2 и К _L2 .

Для переднего жгутика каждый сегмент d s ₁ содержит дополнительные N d s ₁ мастигонем, которые считаются перпендикулярными самому сегменту (см. Вставку d s ₁ на рис. 3 (б)). Эти мастигонемы также действуют как тонкие волокна, накапливающие сопротивление воды. Интересно, что из-за расположения направления, относительная скорость, нормальная к сегменту жгутика, приводит к силе сопротивления в касательном направлении к мастигонемам, и, следовательно, относительная скорость, касательная к сегменту жгутика, приводит к силе сопротивления в нормальном направлении к мастигонемам.С другой стороны, мы можем считать, что передний жгутик получает дополнительное сопротивление от мастигонем, которое представлено двумя увеличенными коэффициентами сопротивления в нормальном и касательном направлениях, определяемых как а также соответственно. Здесь N _м — плотность мастигонем; х — длина каждой мастигонемы; K _Nf1 и K _Lf1 — коэффициенты сопротивления в нормальном и касательном направлениях филамента жгутика соответственно; K _Nm1 и K _Lm1 — коэффициенты сопротивления в нормальном и касательном направлениях мастигонем соответственно.

В условиях низкого числа Рейнольдса общие силы равны нулю из-за приблизительно нулевой инерции. Таким образом, мы получаем поступательную скорость U _X зооспоры, как показано в (5) где υ _wk = λ _k f _k — скорость распространения волны по жгутику, γ _k = K _Lk / K _{Nk — сопротивление отношение коэффициентов, β k = A k / λ k — коэффициент формы жгутика, а ξ e — коэффициент формы тела эллиптической ячейки.См. Supp. Материалы для детали производной.}

Мы наносим на график значение U _X с различной плотностью мастигонем и варьируя частоты биений двух жгутиков f ₁ и f ₂ на рис. 3 (c). Размеры и физические параметры тела клетки зооспоры и двух жгутиков взяты из таблицы S1. Графики показывают нам, что появление мастигонем приводит к обратному толчку от переднего жгутика.Чтобы проиллюстрировать это, когда N _m = 0 (что означает отсутствие мастигонем) и f ₂ = 0 (что означает, что задний жгутик не бьется), передний жгутик создает отрицательный толчок X — направление, дающее отрицательное значение U _X . Это очень хорошо согласуется с предыдущими работами, утверждающими, что гладкое возвратно-поступательное биение жгутика приводит к движущей скорости против направления распространения волны [40, 42, 44]. Но так как N _м > 2, скорость зооспор меняется на положительное направление X из-за дополнительного сопротивления мастигонем.Это явление также описано в гидродинамике Namdeo et al. [25], и наблюдалось в эксперименте Cahill et al. [24]. Тем не менее, также показано, что плотность мастигонем не должна быть слишком высокой (более 20 на 1 мкм длины жгутика м), поскольку они не помогут увеличить скорость. Мы также замечаем, что плотность мастигонем, которую мы измеряем на зооспорах с помощью ТЕМ, составляет от 14 до 18 на 1 мкм длины жгутика на м, что находится в пределах оптимального диапазона для создания максимальной скорости.

На рисунке 3 (d) мы строим U _X с вариацией f ₁ и f ₂ , а N _m = 15, чтобы показать влияние каждого flagellum от скорости зооспор. Мы обнаружили, что при одинаковой частоте биений передний жгутик способен создавать более сильную движущую силу на теле клетки, чем задний. Например, при биении переднего жгутика на f ₁ = 100 Гц и удалении заднего жгутика ( f ₂ = 0, L ₂ = 0) зооспора накапливает скорость ~ 270 μ мс ⁻¹ , а f ₂ = 100 Гц и f ₁ = 0, L ₁ = 0 приведет к скорости ~ 50 μ мс ^-1 .Если передний жгутик увеличивается на f ₁ до 120 Гц, он способен по отдельности вызывать скорость 400 μ м с ^-1 . Однако задний жгутик, одиночный биение на f ₂ = 200 Гц, генерирует только скорость 90 μ м с ^-1 . Таким образом, мы рассматриваем передний жгутик как главный двигатель зооспор, потому что он имеет способность значительно увеличивать или уменьшать скорость с небольшой регулировкой частоты его биений.Фактически, мы также наблюдаем, как зооспоры плавают с одним биением переднего жгутика, когда они меняют направление ( Рисунок 4 (a)). Тем не менее, высокая скорость и дополнительное сопротивление мастигонем означают высокую мощность, необходимую для работы переднего жгутика. Мы считаем, что оптимизация энергопотребления за счет снижения скорости движения переднего жгутика и принятия дополнительных толчков со стороны заднего жгутика важна для зооспор для продолжения их длительного изучения в природе. Более того, по мере увеличения f ₁ дополнительная скорость, создаваемая задним жгутиком, уменьшается, что также снижает эффективность выталкивания.Таким образом, зооспоры должны использовать оба жгутика, при этом передний жгутик бьется с меньшей частотой.

РИС. 4.

Активное вращение особи P. parasitica в воде. (а) Изображения изменения направления зооспоры. Два жгутика взаимодействуют, чтобы помочь телу клетки вращаться и двигаться в новом направлении, достигая угла поворота Δ θ . (b) Траектория зооспоры во время поворота. (c) Скорость U зооспоры во время поворота. Поворот начинается, когда скорость начинает колебаться с большой величиной и меньшей частотой, и длится в течение τ _с с вращением корпуса ячейки с последующим поворотом в новом направлении.(d) Направление движения θ и ориентация тела ψ зооспоры во время поворота.

События поворота

Мы фиксируем зооспоры, меняющие свое направление, с помощью уникального активного механизма поворота и интересного взаимодействия двух жгутиков (рис. 4 (а)). Сначала, чтобы подготовиться к повороту, наблюдают, как зооспоры снижают скорость, затем совершают быстрое вращение тела, пока задний жгутик перестает биться (Рисунок 4 (a1-3)). Интересно, что сразу после вращения передний жгутик переключается на одиночное биение, чтобы тянуть тело в новом направлении, в то время как задний жгутик все еще неподвижен (Рисунок 4 (a4-5)).Наконец, задний жгутик возобновляет биение зооспоры для достижения стабильного направления (Рисунок 4 (a6)). Фильмы поворота зооспор снимаются со скоростью 2000 кадров в секунду с той же настройкой, что и микроскопический анализ (см. Приложение 4). Используя Fiji и Trackmate, мы отслеживаем положения зооспоры и строим траекторию, сглаженную скользящей средней с n = 40, во время ее поворота. На рисунке 4 (b) представлена ​​траектория зооспоры на рисунке 4 (а), показывающая множественные круговые движения во время поворота до того, как зооспора изменится в новом направлении.Затем мы вычисляем скорость зооспор U (рисунок 4 (c)) и направления движения θ от траектории, при этом вручную измеряем ориентацию тела ψ с течением времени (рисунок 4 (d)). Данные U показывают, что зооспоры медленно снижают скорость, затем быстро совершают поворот. Глядя на продолжительность поворота τ _с , можно увидеть, что скорость зооспор U состоит из двух моделей: (i) колебания на больших значениях и низких частотах, указывающие на вращение тела, затем переключение на (ii) рулевое управление с колебания на низких значениях и высоких частотах.Эти два шаблона также можно различить по разнице между направлением движения θ и ориентацией тела ψ . Передний жгутик играет важную роль в поворотах в дополнение к прямым движениям. Поскольку задний жгутик остается неподвижным, все движения зооспор во время поворота, включая вращение тела и рулевое управление, производятся передним жгутиком. Из-за ограничений в двухмерном наблюдении мы не можем наблюдать трехмерную форму переднего жгутика во время вращения тела.Мы предполагаем, что передний жгутик может переключать свой режим плавания, чтобы достичь нового направления движения за короткий промежуток времени в миллисекунды. Поворот заканчивается, когда зооспора восстанавливает свою скорость и направление движения и ориентация тела становятся одинаковыми. Интересно, что после того, как поворот заканчивается, только передний жгутик бьется с более высокой частотой и накапливает высокую скорость ~ 250 μ м с ^-1 . Задняя часть тела возобновляет биение, которое отмечается снижением скорости, и плавание возвращается в нормальное русло.Мы подтверждаем, что задний жгутик зооспор не действует как руль направления. Вместо этого он полностью растягивается во время поворотов и способствует увеличению сопротивления на одном конце тела ячейки, что может создать фиксированную точку, например, якорь для вращения тела, и привести к резкому углу поворота. Преимущество этого механизма поворота заключается в том, что он позволяет зооспорам активно и быстро менять направление, чего нельзя сказать о других микропловцах, таких как кувырок E.coli [47, 48] или Chlamydomonas [4, 49].

Эта визуализация подтверждает заявление Морриса и др. [28] что задний жгутик зооспор не действует как руль направления. Само тело активно меняет направление, а передний жгутик направляет тело в новом направлении. Мы наблюдаем, что передний жгутик также играет важную роль в поворотах в дополнение к прямым движениям. Поскольку задний жгутик остается неподвижным, все движения зооспор во время поворота, включая вращение тела и рулевое управление, производятся передним жгутиком.Глядя на длительность поворота τ _с на рис. 4 (c), можно увидеть, что скорость зооспор U состоит из двух закономерностей: (1) колебания на больших значениях и низких частотах, указывающие на вращение тела, затем переключиться на (2) рулевое управление с колебаниями на малых значениях и высоких частотах. Из-за ограничений в двухмерном наблюдении мы не можем наблюдать трехмерную форму переднего жгутика во время вращения тела. Задний жгутик действует как якорь во время этого поворота, создавая фиксированную точку для поворота.Преимущество этого механизма поворота заключается в том, что он позволяет зооспорам активно и быстро достигать острого угла поворота, чего нет у других микропловцов, таких как акробатика E. coli [47, 48] или Chlamydomonas. [4, 49].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Мы провели первое систематическое исследование модели плавания и особенностей распространения зооспор P. parasitica , патогена растений, который считается серьезной угрозой для сельского хозяйства.Объединив высокоскоростную визуализацию и теорию резистивной силы, мы показали, как два противоположных жгутика взаимодействуют, создавая тягу, ударяясь друг о друга, что позволяет микроорганизмам достигать высокоскоростного плавания во время прямого бега. Более того, мы обнаружили, что управление — это скоординированный процесс, при котором задний жгутик перестает биться, в то время как передний жгутик активно перемещается, вызывая вращение тела клетки. Наконец, мы объясняем, как периоды быстрого плавания и активные повороты сочетаются, чтобы получить коэффициент диффузии D = 3.5 × 10 ⁻⁴ см ² с ⁻¹ , величина, которая характеризует пространственно-временное распространение этого патогена во время эпидемий растений.

Стоит подчеркнуть, что паттерн подвижности, проявляемый зооспорами, представляет собой эукариотическую версию класса подвижности «бегать и падать», присущего перитрихозным бактериям. Несколько эукариотических пловцов, например сперматозоиды, не демонстрируют такого типа подвижности, но сообщается, что Chlamydomonas reinhardtii также попадают в эту категорию [4].Однако есть важные отличия. Chlamydomonas имеет два одинаковых жгутика, расположенных на одном конце клетки. События переориентации происходят во время периодов асинхронных биений двух идентичных жгутиков, в то время как прямые проходы требуют синхронных биений. Резко контрастируя с этой картиной, мы показываем, что в зооспорах при прямом беге также происходит скоординированное биение противоположных и разных жгутиков, поворот требует остановки заднего жгутика, в то время как передний жгутик продолжает биение.Это убедительно свидетельствует о том, что P. parasitica перемещается, используя принципиально иной механизм внутренней регуляции для управления плаванием, чем C. reinhardtii , механизм, который, вероятно, присутствует у других эукариотических пловцов с двумя противоположными и разными жгутиками.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

P. parasitica Культура мицелия и высвобождение зооспор

Мы культивируем мицелий Phytophthora parasitica (изолят 310, Phytophthora INRA, рутинный сбор, София, Франция, 19) [18]. солодовый агар при 24 ° C в темноте.Для производства зооспор мы готовим мицелий, который выращивают в течение одной недели в жидкой среде V8 при 24 ° C и постоянном освещении. Затем материал дренировали, мацерировали и инкубировали еще четыре дня на водном агаре (2%) для индукции спорангиогенеза. Зооспоры высвобождаются из спорангиев в результате процедуры теплового шока. Помещаем чашку Петри с мицелием в холодильник при 4 ° C на 30 минут, затем наливаем 10 мл дистиллированной воды 37 ° C поверх мицелия и продолжаем инкубировать его при комнатной температуре (25 ° C) еще 30 минут. минут.Зооспоры покидают спорангии и подплывают к воде. Затем суспензию зооспор собирают для дальнейших экспериментов.

Сканирующая электронная микроскопия и просвечивающая электронная микроскопия с отрицательным окрашиванием

Для сканирующей электронной микроскопии (SEM) и просвечивающей электронной микроскопии (TEM) осадок клеток фиксируют в 2,5% растворе глутаральдегида в 0,1 M буфере какодилата натрия (pH 7,4). при комнатной температуре (~ 25 ° C) в течение 1 часа, а затем хранить при 4 ° C. Для наблюдений с помощью SEM после трех промываний в дистиллированной воде протисты фильтруют на 0.2 Изопоровый фильтр мкм мкм. Затем образцы на фильтрах обезвоживаются в серии ванн с этанолом (70%, 96%, 100% трижды по 15 минут каждая). После последней ванны в гексаметилдисилазане (HMDS, 5 минут) образцы оставляют сушиться в течение ночи. Образцы на фильтрах помещают на штыри SEM с серебряной краской и покрывают платиной (3 нм) перед наблюдением. СЭМ-наблюдения выполняются с помощью СЭМ Jeol JSM-6700F при ускоряющем напряжении 3 кВ.

Для ПЭМ-наблюдений образцы готовят с использованием метода отрицательного окрашивания.После трех промывок в дистиллированной воде каплю суспензии клеток (~ 10 мк л) оставляют на 5 минут на медной сетке ПЭМ (400 меш) с углеродной поддерживающей пленкой. Излишки жидкости удаляют фильтровальной бумагой. Затем проводят окрашивание путем добавления капли 0,5% (мас. / Об.) Водного раствора уранилацетата на сетку на 1,5 минуты с последующим удалением избытка раствора. Наблюдения с помощью ПЭМ проводятся с помощью просвечивающего электронного микроскопа JEOL JEM-1400, оснащенного камерой Morada на 100 кВ.

Микроскопические исследования зооспор

Мы пипетируем каплю воды, содержащей зооспоры, 10 мкм, на предметное стекло микроскопа и распределяем каплю так, чтобы она полностью покрыла отмеченную область размером 1 × 1 см и превратилась в тонкую пленку размером примерно 100 μ толщиной м. Мы не закрываем каплю, чтобы предотвратить нежелательное взаимодействие между зооспорами и жесткой поверхностью покровных стекол. Мы наблюдаем плавание отдельных зооспор внутри сплющенной капли под светопольным просвечивающим микроскопом (Nikon Eclipse T i 2, Минато, Токио, Япония) с объективом 40 × с помощью высокоскоростной камеры Phantom v711 (Vision Research, Нью-Джерси, США). ).Для эксперимента по наблюдению траекторий плавания зооспор мы использовали 4-кратный объектив для захвата большой области плавания 5000 × 4000 μ м. Захваченные изображения обрабатываются Fiji с помощью плагина Trackmate.

БЛАГОДАРНОСТИ

Эта работа была поддержана французским правительством в рамках проекта UCA ^JEDI «Инвестиции в будущее», управляемого Национальным исследовательским агентством под ссылочным номером ANR-15-IDEX-01. Оборудование для электронной микроскопии CCMA финансируется Южным регионом — Прованс-Альпы-Лазурный берег, Генеральным советом Приморских Альп и GIS-IBiSA.Мы благодарим Маркоса и Дэвида Гонсалес-Родригес за чтение рукописи и ценные отзывы.

Сноски

• ↵ † xavier.noblin {at} univ-cotedazur.fr

• Улучшение написания разделов «Прямые трассы» и «Поворотные события». Рисунок 4b изменен.

Peranema — обзор | ScienceDirect Topics

D. Мастигонемы

Мастигонемы — это отростки жгутиков (жгутиковые волоски; флиммеры), которые встречаются только на жгутиках простейших (и особенно часто встречаются среди двустворчатых водорослей).Существует несколько категорий мастигонем (Andersen et al., 1991). Нетрубчатый волокнистый тип (такой, как у Chlamydomonas ) прост по конструкции (длинные и тонкие гликопротеиновые полимеры) и, как предполагалось (Bouck, 1972), функционирует, просто увеличивая эффективную площадь поверхности жгутика и следовательно, увеличивая эффективную тягу, создаваемую брассом жгутиков. Вторая, более интенсивно изучаемая категория мастигонем имеет более сложную архитектуру (толстые трубчатые структуры, к которым прикреплены гораздо более тонкие нити) (Bouck, 1971).Трубчатые мастигонемы обнаруживаются только на ведущих жгутиках (например, у жгутиковых простейших Ochromonas ), которые демонстрируют распространение изгибов в том же направлении, что и движение всей клетки. Считается, что трубчатые мастигонемы меняют направление толчка, создаваемого этими парадоксальными изгибами, так что клетка может двигаться в том же направлении, что и распространение изгиба (Jahn et al., 1964; Holwill and Sleigh, 1967).

Chlamydomonas мастигонем (Ringo, 1967; Witman et al., 1972; Бернштейн и Розенбаум, 1993; Nakamura et al., 1996) имеют стержень одинаковой длины (0,9–1,0 мкм) и диаметра (16 нм), который, по-видимому, представляет собой полимер из идентичных субъединиц с расстоянием между центрами примерно 20 нм (в этом случае для сборки одной мастигонемы потребуется до 50 субъединиц). Стержень мастигонемы заканчивается короткой более тонкой фибриллой (рис. 11.5). Мастигонемы, кажется, организованы в 2 ряда на противоположных сторонах жгутика; они равномерно расположены вдоль дистальных двух третей жгутика, но не доходят до основания жгутика (Bergman et al., 1975; Snell, 1976; Nakamura et al., 1996) (рисунки 11.5 и 11.6). Это создает интересную проблему во время сборки жгутиков: как расположить / закрепить мастигонемы только на дистальных двух третях поверхности жгутика, учитывая, что мастигонемы должны проходить через базальную область мембраны жгутика, чтобы получить доступ к другим частям жгутика. жгутиковая перепонка.

Рисунок 11.5. Быстро замороженное / глубоко протравленное изображение жгутика из гаметической клетки Chlamydomonas , показывающее длинные мастигонемы (M) и гораздо более короткие структуры половых агглютининов (стрелки и наконечники стрелок), связанные с поверхностью жгутиков.C: серповидные фибриллы, наблюдаемые только на поверхности гаметических жгутиков, неизвестной функции, но, возможно, молекулы половых агглютининов.

Воспроизведено из работы Гуденаф и др. (1985) с разрешения издательства Rockefeller University Press, Нью-Йорк.

Рисунок 11.6. Иммунофлуоресцентное окрашивание мастигонем антителом к ​​белку мастигонемы. Мастигонемы видны как ряд зеленых флуоресцентных точек на каждой стороне каждого жгутика на этих вегетативных клетках Chlamydomonas . Кроме того, на переднем конце каждой клетки имеется кольцо из зеленых флуоресцентных частиц; они могут представлять собранные мастигонемы внутри цитоплазматических мембранных органелл.Красный цвет обусловлен аутофлуоресценцией хлорофилла.

Воспроизведено из Nakamura et al. (1996) с разрешения компании Биологи, Лтд., Кембридж, Великобритания.

Хотя мастигонемы кажутся очень гибкими на многих изображениях ПЭМ, они кажутся довольно жесткими на изображениях с негативным окрашиванием (Witman et al., 1972) или препаратах быстрого замораживания / глубокого травления (G динаф и др., 1985) ( Рисунок 11.5). Когда живые клетки обрабатывают моноклональными антителами к белку мастигонемы, клетки теряют свои мастигонемы (Nakamura et al., 1996). Клетки, обработанные антителами, без мастигонем, демонстрировали нормальную форму волны жгутика и немного увеличенную (10%) частоту биений, но их скорость плавания снизилась примерно до 70-80% от контрольных клеток (Nakamura et al., 1996), что согласуется с гипотеза (Bouck, 1971), что Chlamydomonas мастигонем увеличивают движущую силу жгутика за счет увеличения эффективной поверхности жгутика. Chlamydomonas мастигонемы не участвуют в движении микросфер (Bloodgood, 1977), скольжении (Nakamura et al., 1996) или адгезия жгутиков во время спаривания (Mclean et al., 1974; Bergman et al., 1975; Snell, 1976). Интересно, что у Peranema мастигонемы, как сообщается, участвуют как в зависимой от жгутиков подвижности скольжения, так и в движении микросфер (Saito et al., 2003).

Chlamydomonas мастигонем можно легко очистить до гомогенности (Witman et al., 1972; Bernstein, 1995; Nakamura et al. 1996). Мастигонемы состоят из одного гликопротеина массой 220-230 кДа, который связывает конканавалин А.Удаление углевода дает полипептид массой около 200 кДа (Bernstein, 1995). КДНК мастигонемы Chlamydomonas была клонирована и секвенирована независимо Бернштейном (неопубликованные результаты), а затем Сонг и Дентлер (AF508983). Лучшим доказательством того, что эта последовательность кодирует белок мастигонемы, является то, что Бернштейн экспрессировал кДНК в бактериях, очищал продукт экспрессии и использовал его для получения поликлональных антител, которые реагировали с нативным белком мастигонемы (неопубликованные результаты).Ген мастигонемы представляет собой ген с единственной копией (8,6 т.п.н.) с 19 экзонами и 18 небольшими интронами, дающими транскрипт размером 6,9 т.п.н. он отображается на левый конец группы сцепления XVIII (Кэролайн Силфлоу, личное сообщение). Экспрессия гена, кодирующего белок мастигонемы, повышается в 1,8 раза после дефлагелляции (Pazour et al., 2005). Объединив данные Бернштейна, Сонга и Дентлера, генома Chlamydomonas и EST, лучший прогноз последовательности белка — это белок из 1956 аминокислот (202 кДа) плюс сигнальная последовательность из 31 аминокислоты.Доступная информация о последовательности согласуется с глобулярным секреторным гликопротеином, который соответствует размеру, наблюдаемому на SDS-PAGE, а также размеру субъединицы, наблюдаемому на изображениях ПЭМ (Witman et al., 1972). Предполагается, что белок имеет N-концевую сигнальную последовательность, но не имеет трансмембранного домена. Он имеет 2–3 предсказанных сайта N-гликозилирования и несколько предсказанных дисульфидных связей. Он имеет богатый пролином домен из 80 аминокислот рядом с С-концом, который содержит несколько копий повтора PPSPX, который также обнаружен в белке клеточной стенки Chlamydomonas GP1 (Ferris et al., 2001) и белков полового агглютинина Chlamydomonas , присутствующих на поверхности гаметической жгутиковой мембраны (Ferris et al., 2005). Последовательность мастигонемы также содержит два домена рецептора фактора некроза опухоли, а также мотив сывороточной протеазы субтилазы (InterPro IPR000209). Есть девятнадцать повторов CXXCXXG, равномерно распределенных по С-концевой половине последовательности. Белок мастигонемы обнаружен в фосфопротеоме Chlamydomonas (Wagner et al., 2006) и фосфорилируется по остаткам серина, треонина и тирозина.

Остается много загадок, касающихся сборки и нацеливания Chlamydomonas mastigonemes. Предполагается, что субъединичный белок синтезируется в шероховатом эндоплазматическом ретикулуме и гликозилируется в аппарате Гольджи. Как наблюдалось для других типов мастигонем (Bouck, 1972; Bouck et al., 1990), сборка мастигонем из субъединичного белка должна происходить внутриклеточно, потому что секретируемые субъединицы будут слишком разбавленными для сборки, чтобы происходить вне клетки. В отличие от случая с мастигонемами канальцевого типа (Bouck, 1972), никто с помощью ПЭМ не сообщил о наличии мастигонем в мембранных органеллах в цитоплазме Chlamydomonas .Однако с помощью флуоресцентной микроскопии и антитела к гликопротеину мастигонемы Chlamydomonas Nakamura et al. (1996) наблюдали флуоресцентное кольцо, состоящее из более чем 10 частиц у основания жгутиков. Эта локализация может представлять собой полностью собранные мастигонемы в секреторных пузырьках, готовые к высвобождению путем экзоцитоза (рис. 11.6). Клетка, по-видимому, тщательно регулирует длину мастигонем во время их внутриклеточной сборки (Marshall, 2004), но как это достигается, неизвестно.

Одна из самых больших загадок о Chlamydomonas мастигонемах — это то, как они прикреплены к жгутику / аксонеме. Предположительно, мастигонемы связываются своими концами с некоторым мембранным компонентом до экзоцитоза транспортных пузырьков в основании жгутика; действительно, возможно, что некоторый трансмембранный белок может образовывать ядро ​​сборки белка мастигонемы внутри клетки (в еще неизвестном месте), а затем функционировать как белок, прикрепляющий якорь жгутиковой мембраны после экзоцитоза и перемещения мастигонем на поверхность жгутика.Поскольку мастигонемы не наблюдаются на плазматической мембране тела клетки Chlamydomonas , должен существовать механизм для направления мастигонем на мембрану жгутика после экстернализации посредством экзоцитоза. Chlamydomonas может иметь эквивалент домена перицилиарной плазматической мембраны (см. Раздел II.A), который может предотвращать перемещение мастигонем на общую плазматическую мембрану, позволяя проникать на поверхность жгутиков. Хотя возможно, что мастигонема и его якорь мембранного белка могут диффундировать на мембрану жгутика и латерально в плоскости жгутиковой мембраны, более вероятно, что мастигонемы переносятся в жгутик и вдоль его поверхности посредством активного процесса, например как IFT (см. главу 4) или механизм, визуализируемый движением микросфер (раздел VI.С.4). Любой активный механизм перемещения мастигонем по поверхности жгутика и закрепления в нужном положении потребует механического соединения между мастигонемой и аксонемой. Такая связь согласуется с обнаружением белка мастигонемы в аксонемной фракции жгутикового протеома (Pazour et al., 2005). Действительно, иногда можно увидеть мастигонемы, прикрепленные к тому, что кажется безмембранной аксонемой Chlamydomonas после экстракции жгутиков неионным детергентом (Рисунок 2D в Bloodgood, 1987).Возможно, что некоторые из тонких связей мембрана-аксонема, наблюдаемые на трансмиссионных электронных микрофотографиях жгутика Chlamydomonas (см. Главу 10), представляют прикрепление отдельных мастигонем к аксонеме.

Трубчатые мастигонемы Ochromonas (Markey and Bouck, 1977) и более тонкие волокнистые мастигонемы Euglena (Bouck et al., 1978) остаются связанными с аксонемой после обработки жгутиков неионными детергентами. Markey и Bouck (1977) описали адаптерную структуру, которая, по-видимому, обеспечивает прикрепление мастигонемы к аксонеме в Ochromonas .

Один интересный вопрос заключается в том, могут ли мастигонемы переворачиваться в интактном жгутике или они могут добавляться только к мембране жгутика во время сборки. Поскольку происходит оборот жгутиковой мембраны и составляющих ее мембранных белков (см. Раздел VB) и непрерывное высвобождение пузырьков жгутиковой мембраны, содержащих мастигонемы (Bergman et al., 1975; Snell, 1976), мастигонемы должны постоянно добавляться на поверхность неповрежденный жгутик. Этот оборот наглядно иллюстрируется работой Накамуры и др.(1996), которые удалили мастигонемы из интактных жгутиков Chlamydomonas посредством перекрестного связывания с антителами. После удаления антитела клетки, теперь имеющие жгутики, свободные от мастигонема, заменяли мастигонемы на поверхности жгутика примерно через 4 часа, что является временем, наблюдаемым Bloodgood et al. (1979) о круговороте жгутиковых мембран у Chlamydomonas .

% PDF-1.4 % 1 0 объект > поток конечный поток эндобдж 2 0 obj > поток х +

Анализ переходов в подвижности сперматозоидов

Abstract

Введение: У животных процесс оплодотворения требует, чтобы подвижный сперматозоид взаимодействовал с яйцеклеткой.В большинстве сперматозоидов, в том числе и у насекомых, подвижный аппарат представляет собой эукариотический жгутик, и его регуляция является результатом серии строго регулируемых молекулярных событий. Жгутик — это биологическая наномашина, которая широко сохраняется в процессе эволюции. В недавних исследованиях с использованием комара Culex quinquefasciatus Thaler et. al. (2013) наблюдали серию из трех форм волны жгутиков, которые прогрессировали от активации до полной прогрессивной подвижности. Такой же паттерн активации имел место в сперматозоидах родственного вида, Culex pipiens.Три различных формы волны, наблюдаемые in vitro, были: волна с низкой амплитудой, низкой скоростью и высокой частотой (A), форма волны с высокой амплитудой, высокой скоростью и низкой частотой (C), а также промежуточная форма волны с низкой скоростью, которая имела наложенные характеристики из обе формы сигнала A и C (B). Основываясь на этих выводах, мы заинтересованы в идентификации молекулярного переключателя, ответственного за переход формы волны во время подвижности сперматозоидов у C. pipiens. Здесь мы сообщаем о наших исследованиях C. pipiens с целью моделирования жгутика сперматозоидов комаров как наномашины.

Материалы и методы. Комаров усыпили, поместив их в камеру, содержащую кусок ваты, пропитанный хлороформом. Семенные пузырьки и добавочные железы удаляли в растворе PBS. Затем их помещали на предметное стекло с каплей раствора Рингера для насекомых и покровным стеклом. В некоторых случаях использовались только семенные пузырьки. К покровному стеклу прикладывали давление, чтобы вскрыть дополнительные железы, тем самым активируя сперму. Данные были получены с помощью микроскопа Nikon Labphot при 10-кратном увеличении с использованием фазово-контрастной оптики и камеры DAGE-MTI CCD 100.Изображения были получены с помощью Scion Image и обработаны с помощью ImageJ для количественной оценки параметров волн.

Результаты и обсуждение: Используя методологию фазово-контрастной микроскопии и методологий обработки изображений, мы получили параметры длины и амплитуды жгутиковых волн, а также прогрессивную скорость для сперматозоидов, отображающих формы волны A и C. Кроме того, мы смогли определить частоту биений для формы волны C как а также размеры головки и хвоста сперматозоида. После того, как все желаемые параметры будут измерены с большим размером выборки, средние параметры для каждой формы волны, A и C, будут использоваться для тестирования текущих физических моделей.Это даст представление о разработке математической модели этой системы, которая будет описывать регуляцию движения жгутиков как в двух, так и в трех измерениях.

Заключение: результаты для параметров, описывающих формы волны A и C, обеспечивают уверенность в получении точных значений для разработки математической модели подвижности сперматозоидов. Затем модель может быть объединена с молекулярными событиями, которые происходят во время подвижности, чтобы обеспечить более глубокое понимание движения жгутиков.Жгутик эукариот служит примером естественного клеточного мотора и при лучшем понимании механизма может помочь в разработке наноразмерных биомиметических устройств.

Основное содержание

Загрузить PDF для просмотраПросмотреть больше

Больше информации Меньше информации

Закрывать

Введите пароль, чтобы открыть этот PDF-файл:

Отмена Ok

Подготовка документа к печати…

Отмена

Переописание Aetobatus flagellum (Bloch & Schneider, 1801), исчезающего орлиного ската (Myliobatoidea: Myliobatidae) из Индо-западной части Тихого океана

Аль-Ямани, Ф.Й., Бишоп, Дж. М., Ар-Рафаи, К. и Исмаил, В. (2007) Влияние отвода реки, осушения и восстановления месопотамских болот, а также строительства плотин на морскую среду северо-западной части Персидского залива. Здоровье и управление водными экосистемами , 10, 277–289.
http://dx.doi.org/10.1080/14634980701512384

Аннандейл, Н. (1909) Отчет о рыбах, выловленных бенгальским рыболовным пароходом «Золотая Корона». Часть I, Batoidei. Воспоминания Индийского музея , 2 (1), 1–60.

Blaber, S.J.M. (2002) «Рыба в горячей воде»: проблемы, с которыми сталкиваются исследования рыбы и рыболовства в тропических устьях. Журнал биологии рыб , 61 (Приложение sA), 1–20.
http://dx.doi.org/10.1111/j.1095-8649.2002.tb01757.x

Blainville, H. de (1816) Prodrome d’une nouvelle distribution systématique du règne animal. Bulletin de la Société philomatique, Париж , 8, 105–112, 121–124.

Блегвад, Х. (1944) Датские научные исследования в Иране.Часть III. Рыбы Иранского залива . Эйнар Мунксгаард, Копенгаген.

Bloch, M.E. & Schneider, J.G. (1801) Systema ichthyologiae iconibus ex illustratum . Том. 2. Berlin, 584 pp.

Bonfil, R. & Abdallah, M. (2004) Справочник по полевой идентификации акул и скатов Красного моря и Аденского залива . Руководство ФАО по определению видов для целей рыболовства. ФАО. Rome, 71 pp.

Capapé, C., & Quignard, J.P. (1975) Contribution à la systématique et à la biologie de Pteromylaeus bovinus (Geoffroy Saint-Hilaire, 1817), (Pisces, Myliobatidae) des côtes tunis. Bulletin du Muséum National d’Histoire Naturelle de Paris, (3ème sèrie), Zoologie , 3,1329–1347.

Compagno, L.J.V. & Last, P.R. (1999) Myliobatidae: орлиные лучи. In : Carpenter, K.E. & Niem, V.H. (Eds.), Живые морские ресурсы западной части центральной части Тихого океана. Руководство ФАО по определению видов в рыболовных целях. Vol. 3. Батоидные рыбы, химеры и костистые рыбы, часть 1 (от Elopidae до Linophrynidae) . ФАО, Рим, стр. 1511–1519.

День, F.(1878) Рыбы Индии; это естественная история рыб, обитающих в морях и пресных водах Индии, Бирмы и Цейлона. Vol. II. Bernard Quaritch, London, 778 pp.

Day, F. (1889) Фауна Британской Индии, включая Цейлон и Бирму. Лондон . Тейлор и Фрэнсис, 548 стр.

Дор М. (1984) Контрольный список рыб Красного моря . КЛОФРЕС . Израильская академия наук и гуманитарных наук, Иерусалим, 437 стр.

Дюмериль, А.Х.А. (1861) Poissons de la côte occidentale d’Afrique. Archives du Museum National d’Histoire Naturelle (Париж) , 10, 241–268.

Евфразен, Б.А. (1790) Раджа ( Наринари ). Kongliga Vetenskaps Akademiens nya Handlingar, Стокгольм , 11, 217–219.

Фаулер, Х.В. (1930) Список акул и скатов Тихого океана. Труды 4-го Тихоокеанского научного конгресса, Java , 3, 481–508.

Фаулер, Х.В. (1941) Рыбы групп Elasmobranchii, Holocephali, Isospondyli и Ostariophysi, полученные Бюро рыболовства США Steamer Albatross в 1907–1910 годах, в основном на Филиппинских островах и в прилегающих морях. Бюллетень Национального музея США , 100 (13), 1–879.
http://dx.doi.org/10.5479/si.00963801.85-3032.31

Fowler, H.W. (1956) Рыбы Красного моря и южной Аравии. От I. Branchiostomida к Polynemida . Weizmann Science Press, Иерусалим, 240 с.

Gill, T.N. (1865) Заметка о семействе myliobatoids и о новом виде Aetobatis . Анналы Лициума естественной истории Нью-Йорка , 8, 135–138.
http: // dx.doi.org/10.1111/j.1749-6632.1867.tb00300.x

Gohar, H.A.F. И Mazhar, F.M.M. (1964) Жаберы северо-запада Красного моря. Публикации Морская биологическая станция Al Ghardaqa , 13, 1–144.

Hagihara, J., Sekine, M., Ozoe, S., Fijii, A. & Watanabe, M. (2008) Разработка детектора хищничества двустворчатых моллюсков с помощью орлиного ската ( Aetobatus flagellum ) и других живых организмов. Proceedings of Oceans 2008-MTS / IEEE Kobe Techno-Ocean, Кобе, Япония, 8–11 апреля 2008 г. , 1–3, 817–822.

Хендерсон, А.С. и Рив, А.Дж. (2011) Заслуживающие внимания записи пластиножаберных из Омана. Африканский журнал морских наук , 33, 171–175.
http://dx.doi.org/10.2989/1814232x.2011.572380

Камей Ю. и Каяно Ю. (2009) Встреча длинноголового орла Aetobatus flagellum в прибрежных водах префектуры Окаяма. Бюллетень экспериментальной станции рыболовства, префектура Окаяма , 24, 28–31.

Кавахара, И., Ито, С., Ямагути, А.(2004) Влияние луча буллноса, Aetobatus flagellum , на оболочку Pen-Shell, Atrina pectinata , в проливе Ариаке. Бюллетень Центра исследований и развития рыболовства Ариаке префектуры Сага , 22, 29–33.

Kuhl, H. & van Hasselt, J.C. (1823) Uittreksel uit een ‘short van Dr. J. C. van Hasselt, an den Heer C. J. Temminck. Algemein Konsten Letter-bode I Deel , (№ 20), 315–317.

Last, P.R. & White, W.T. (2008) Dasyatis parvonigra sp.nov., новый вид ската (Myliobatoidei: Dasyatidae) из тропиков восточной части Индийского океана. In : Last, P.R., White, W.T. & Pogonoski, J.J. (Ред.), Описание новых австралийских хондрихтианов . Документ CSIRO о морских и атмосферных исследованиях 022, стр. 275–282.

Last, P.R., White, W.T., Caira, J.N., Dharmadi, Fahmi, Jensen, K., Lim, A.P.K., Manjaji-Matsumoto, B.M., Naylor, G.J.P., Pogonoski, J.J., Stevens, J.D. & Yearsley, G. (2010) Акулы и скаты Борнео .CSIRO Publishing, Melbourne, 298 pp.

Linnaeus, C. (1758) Systema Naturae, Ed. X. (Systema naturae per regna tria naturae, классы secundum, обыкновенные, роды, виды, cum characteribus, дифференциалы, синонимы, локусы. Tomus I. Editio decima ,formata.) Holmiae. Systema Naturae ed ., 10, 1, 824.

Misra, K.S. (1947) Контрольный список рыб Индии, Бирмы и Цейлона. Часть I. Elasmobranchii и Holocephali. Записи Индийского музея , 45, 1–46.

Мур, А.Б.М., Маккарти, И.Д., Карвалью, Г.Р. И Пирс, Р. (2012) Вид, пол, размер и состав зрелости самцов в ранее не сообщаемых данных о высадках пластиножаберных в Кувейте, Катаре и Эмирате Абу-Даби. Журнал биологии рыб , 80, 1619–1642.
http://dx.doi.org/10.1111/j.1095-8649.2011.03210.x

Müller, J. & Henle, F.G.J. (1841) Systematische Beschreibung der Plagiostomen . Берлин. Плагиостомен, 103–200.

Накабо, Т., Мачида Ю., Ямаока К. и Нисида К. (2001) Myliobatidae, In : Рыба течения Куросио, Япония . Osaka Aquarium Kaiyukan, Osaka, pp. 143.

Naylor, GJP, Caira, JN, Jensen, K., Rosana, KAM, White, WT & Last, PR (2012) Подход к идентификации акулы на основе последовательностей ДНК а также виды скатов и их значение для глобального разнообразия и паразитологии пластинчатых жабр. Бюллетень Американского музея естественной истории , 367, 1–263.
http://dx.doi.org/10.1206/754.1

О, Дж., Ким, С., Ким, К.Г., Со, Х.Й., Чон, Д. и Ли, Й.Х. (2006) Первая находка длинноголового орляного ската, Aetobatus flagellum (Pisces: Myliobatidae) из Кореи. Журнал океанологии , 41, 53–57.
http://dx.doi.org/10.1007/bf03022405

Рэндалл, Дж. Э. (1995) Прибрежные рыбы Омана . Гавайский университет, Гонолулу, 439 стр.

Ричардс В.П., Хеннинг М., Витцелл В. и Шивджи М.S. (2009) Виды и история эволюции глобально распространенного подорлика ( Aetobatus narinari ). Журнал наследственности , 100, 273–283.
http://dx.doi.org/10.1093/jhered/esp005

Робинсон, Л. и Зауэр, W.H.H. (2013) Первое описание кустарного промысла акул на севере Мадагаскара: значение для управления. Африканский журнал морских наук , 35, 1, 9–15.

Шлуссель, В., Бродерик, Д., Коллин, С.П. и Овенден, Дж. Р. (2010) Доказательства обширной структуры популяции белопятнистого орля в Индо-Тихоокеанском регионе, полученные на основе последовательностей митохондриальных генов. Зоологический журнал , 281, 46–55.
http://dx.doi.org/10.1111/j.1469-7998.2009.00680.x

Суджата, К. (2002) Батоидные рыбы у Висакхапатнама, северо-восточное побережье Индии. Журнал Морской биологической ассоциации Индии , 44, 155–162.

Судзуки Т. и Хосокава М. (1994) Первые зарегистрированные виды рыб из Японского моря. I.O.P. Новости дайвинга , 5, 2–6.

Талвар, П.К. И Джингран А.Г. (1991) Рыбы внутренних водоемов Индии и прилегающих стран, Vol. 1 . А.А. Balkema, Rotterdam, 542 pp.

Vossoughi, G.H. И Восуги, А. (1999) Изучение батоидных рыб в северной части пролива Хормоз с акцентом на некоторых новых для Персидского залива и Оманского моря видов. Индийский журнал рыболовства , 46, 301–306.

Белый, W.T. (2006) Aetobatus flagellum . In : МСОП 2011. Красный список видов, находящихся под угрозой исчезновения МСОП. Версия 2011.2. Доступно по адресу: www.iucnredlist.org (доступ 24 февраля 2011 г.)

White, W.T. & Dharmadi (2007) Виды, размерный состав и репродуктивная биология скатов (Chondrichthyes, Batoidea), пойманных при целевом и нецелевом промысле в восточной Индонезии. Журнал биологии рыб , 70, 1809–1837.
http://dx.doi.org/10.1111/j.1095-8649.2007.01458.x

White, W.T., Last, P.R., Naylor, G.J.P., Jensen, K. & Caira, J.N. (2010) Уточнение Aetobatus ocellatus (Kuhl, 1823) как допустимого вида и сравнение с Aetobatus narinari (Euphrasen, 1790) (Rajiformes: Myliobatidae). In : Last, P.R., White, W.T. & Pogonoski, J.J. (Ред.), Описания новых акул и скатов с Борнео . Документ CSIRO о морских и атмосферных исследованиях 032, стр. 141–164.

White, W.T., Last, P.R., Stevens, J.D., Yearsley, G.K., Fahmi & Dharmadi (2006) Экономически важные акулы и скаты Индонезии .Публикация ACIAR, Канберра, 329 стр.

Ягишита, Н. и Ямагучи, А. (2009) Выделение и характеристика восьми микросателлитных локусов длинноголового орляного ската, Aetobatus flagellum (Elasmobranchii, Myliobatidae). Ресурсы молекулярной экологии , 9, 1034–1036.
http://dx.doi.org/10.1111/j.1755-0998.2009.02568.x

Ямада У. и Мия Т. (1989) Aetobatus flagellum . Новости Национального исследовательского института Сэйкай , 61, 1.

Ямагути, А., Кавахара, И. и Ито, С. (2005) Встречаемость, рост и питание длинноголового орляного ската, Aetobatus flagellum , в проливе Ариаке, Кюсю, Япония. Экологическая биология рыб , 74, 2, 229–238.
http://dx.doi.org/10.1007/s10641-005-0217-0

Ямагути, А. (2007) Акулы и скаты в заливе Ариаке. Aquabiology , 29 (1), 10–15.

Яно, К., Ахмад, А., Гамбанг, А.С., Идрис, А.Х., Солахуддин, А.Р. И Азнан, З.(2005) Акулы и скаты Малайзии и Брунея-Даруссалама . SEAFDEC, MFRDMD, 557 pp.

Yoon, H.K., Jeong, D., Chung, I.H., Jung, J.W., Oh, M.J., Kim, S., Lee, Y.-H., Kim, C.-G. И Хван, С.Ю. (2009) Быстрая идентификация видов пластиножаберных рыб (скатов и скатов) с использованием олигонуклеотидных микрочипов. Biochip Journal , 3, 87–96.